microbeПроблемы особо опасных инфекцийProblems of Particularly Dangerous Infections0370-10692658-719XRussian Research Anti-Plague Institute “Microbe”10.21055/0370-1069-2021-3-106-113microbe-1554Research ArticleОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИORIGINAL ARTICLESУскоренный способ выявления ортопоксвирусовRapid Detection of Orthopoxviruseshttps://orcid.org/0000-0003-2408-5611ПолтавченкоА. Г.PoltavchenkoA. G.

Российская Федерация, 630559, Новосибирская обл., р.п. Кольцово

Kol’tsovo, Novosibirsk region, Russian Federation, 630559

poltav@vector.nsc.ruhttps://orcid.org/0000-0002-9220-1250ЕршА. В.ErshA. V.

Российская Федерация, 630559, Новосибирская обл., р.п. Кольцово

Kol’tsovo, Novosibirsk region, Russian Federation, 630559

https://orcid.org/0000-0001-7763-3808ФилатовП. В.FilatovP. V.

Российская Федерация, 630559, Новосибирская обл., р.п. Кольцово

Kol’tsovo, Novosibirsk region, Russian Federation, 630559

УшкаленкоН. Д.UshkalenkoN. D.

Российская Федерация, 630559, Новосибирская обл., р.п. Кольцово

Kol’tsovo, Novosibirsk region, Russian Federation, 630559

https://orcid.org/0000-0002-0496-390XЯкубицкийС. Н.YakubitskyS. N.

Российская Федерация, 630559, Новосибирская обл., р.п. Кольцово

Kol’tsovo, Novosibirsk region, Russian Federation, 630559

https://orcid.org/0000-0001-8355-5551СергеевАл. А.SergeevAl. A.

Российская Федерация, 630559, Новосибирская обл., р.п. Кольцово

Kol’tsovo, Novosibirsk region, Russian Federation, 630559

https://orcid.org/0000-0001-8023-4453ЩербаковД. Н.ShcherbakovD. N.

Российская Федерация, 630559, Новосибирская обл., р.п. Кольцово

Kol’tsovo, Novosibirsk region, Russian Federation, 630559

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор»РоссияState Scientific Center of Virology and Biotechnology “Vector”Russian Federation20212310202103106113Copyright © Полтавченко А.Г., Ерш А.В., Филатов П.В., Ушкаленко Н.Д., Якубицкий С.Н., Сергеев А.А., Щербаков Д.Н., 20212021Полтавченко А.Г., Ерш А.В., Филатов П.В., Ушкаленко Н.Д., Якубицкий С.Н., Сергеев А.А., Щербаков Д.Н.Poltavchenko A.G., Ersh A.V., Filatov P.V., Ushkalenko N.D., Yakubitsky S.N., Sergeev A.A., Shcherbakov D.N.Данная работа распространяется под лицензией Creative Commons Attribution 4.0.This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 License.https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1554

Цель – разработка чувствительного и быстрого иммунохимического теста для выявления ортопоксвирусов (ОПВ) во внелабораторных условиях.

Материалы и методы

Материалы и методы. В культуральных неочищенных и очищенных препаратах вирусов осповакцины, эктромелии, оспы коров и кроликов, а также в крови и суспензиях тканей инфицированных мышей и кроликов выявляли ортопоксвирусный антиген в одностадийном и двустадийном вариантах дот-иммуноанализа на основе плоских белковых матриц с использованием кроличьих поликлональных антител в качестве реагентов захвата и детекции.

Результаты и обсуждение

Результаты и обсуждение. Показано, что чувствительность обнаружения ОПВ обратно пропорциональна степени их очистки. Одностадийный (ускоренный) вариант анализа специфичен и позволяет в течение 39 минут выявлять ОПВ в неочищенных культуральных образцах вируса и клинических пробах в диапазоне 104–103 БОЕ/мл. Ускоренный дот-иммуноанализ может использоваться для выявления или исключения присутствия вирусной угрозы в образцах и быть полезен в различных аспектах обеспечения биологической безопасности. Простота выполнения анализа, возможность визуального учета и несложная интерпретация результатов позволяют использовать тест во внелабораторных условиях.

The aim of the study was to develop a sensitive and fast immunochemical test for the detection of orthopoxviruses (OPXV) in the “point of care” format.

Materials and methods

Materials and methods. The analyses were performed in cultured crude and purifed preparations of vaccinia virus, cowpoxvirus, rabbitpoxvirus and ectromelia virus, as well as in the blood and tissue suspensions of infected mice and rabbits. OPXV-antigen was detected by one-stage and two-stage protocols of dot-immunoassay based on flat protein arrays using rabbit polyclonal antibodies as capture and detection reagents.

Results and discussion

Results and discussion. The results show that the detection limit of OPXV is inversely related to the degree of their purifcation. The one-stage (rapid) protocol is specifc and allows detecting OPXV in crude culture samples of the virus and in clinical samples in the range of 104–103 PFU/ml within 39 minutes. Rapid dot-immunoassay can be applied to detect or exclude the presence of a viral threat in samples and can be useful in various aspects of biosafety provision. The simplicity of the one-stage protocol, the possibility to visually account the results and easy interpretation of the results allow the rapid test to be used in the “point of care” format.

ортопоксвирусыбыстрое выявлениеплоские белковые матрицыдот-иммуноанализполевые условияorthopoxvirusesrapid detectionflat protein arraysdot-immunoassayfeld conditionReferencesShchelkunov S.N., Marennikova S.S., Moyer R.W. Orthopoxviruses Pathogenic for Humans. New York: Springer; 2005. 425 p.Shchelkunov S.N., Marennikova S.S., Moyer R.W. Orthopoxviruses Pathogenic for Humans. New York: Springer; 2005. 425 p.Shchelkunov S.N. An increasing danger of zoonotic orthopoxvirus infections. PLoS Pathog. 2013; 9(12):e1003756. DOI: 10.1371/journal.ppat.1003756.Shchelkunov S.N. An increasing danger of zoonotic orthopoxvirus infections. PLoS Pathog. 2013; 9(12):e1003756. DOI: 10.1371/journal.ppat.1003756.Whitley R.J. Smallpox: a potential agent of bioterrorism. Antiviral Res. 2003; 57(1–2):7–12. DOI: 10.1016/s0166-3542(02)00195-x.Whitley R.J. Smallpox: a potential agent of bioterrorism. Antiviral Res. 2003; 57(1–2):7–12. DOI: 10.1016/s0166-3542(02)00195-x.Wallin A., Luksiene Z., Zagminas K., Surkiene G. Public health and bioterrorism: renewed threat of anthrax and smallpox. Medicina (Kaunas). 2007; 43(4):278–84.Wallin A., Luksiene Z., Zagminas K., Surkiene G. Public health and bioterrorism: renewed threat of anthrax and smallpox. Medicina (Kaunas). 2007; 43(4):278–84.Rimoin A.W., Mulembakani P.M., Johnston S.C., Smith J.O., Kisalu N.K., Kinkela T.L., Blumberg S., Thomassen H.A., Pike B.L., Fair J.N., Wolfe N.D., Shongo R.L., Graham B.S., Formenty P., Okitolonda E., Hensley L.E., Meyer H., Wright L.L., Muyembe J.J. Major increase in human monkeypox incidence 30 years after smallpox vaccination campaigns cease in the Democratic Republic of Congo. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2010; 107(37):16262–7. DOI: 10.1073/pnas.1005769107.Rimoin A.W., Mulembakani P.M., Johnston S.C., Smith J.O., Kisalu N.K., Kinkela T.L., Blumberg S., Thomassen H.A., Pike B.L., Fair J.N., Wolfe N.D., Shongo R.L., Graham B.S., Formenty P., Okitolonda E., Hensley L.E., Meyer H., Wright L.L., Muyembe J.J. Major increase in human monkeypox incidence 30 years after smallpox vaccination campaigns cease in the Democratic Republic of Congo. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2010; 107(37):16262–7. DOI: 10.1073/pnas.1005769107.Rimoin A., Graham B. Whither monkeypox vaccination. Vaccine. 2011; 29Suppl4(Suppl4):D60-4. DOI: 10.1016/j.vaccine.2011.09.004.Rimoin A., Graham B. Whither monkeypox vaccination. Vaccine. 2011; 29Suppl4(Suppl4):D60-4. DOI: 10.1016/j.vaccine.2011.09.004.McCollum A.M., Damon I.K. Human monkeypox. Clin. Infect. Dis. 2014; 58(2):260–7. DOI: 10.1093/cid/cit703.McCollum A.M., Damon I.K. Human monkeypox. Clin. Infect. Dis. 2014; 58(2):260–7. DOI: 10.1093/cid/cit703.Centers for Disease Control and Prevention. Multistate outbreak of monkeypox. Illinois, Indiana and Wisconsin: JAMA; 2003. Р. 30–31.Centers for Disease Control and Prevention. Multistate outbreak of monkeypox. Illinois, Indiana and Wisconsin: JAMA; 2003. Р. 30–31.Wiacek K., Cwynar J., Bursa D., Horban A., Telega G., Mazur A. A case of cowpox virus infection in a 15-year-old boy and literature overview. Pediatria polska. 2017; 92:778–80. DOI: 10.1016/j.pepo.2017.07.004.Wiacek K., Cwynar J., Bursa D., Horban A., Telega G., Mazur A. A case of cowpox virus infection in a 15-year-old boy and literature overview. Pediatria polska. 2017; 92:778–80. DOI: 10.1016/j.pepo.2017.07.004.Vorou R.M., Papavassiliou V.G., Pierroutsakos I.N. Cowpox virus infection: an emerging health threat. Curr. Opin. Infect. Dis. 2008; 21(2):153–6. DOI: 10.1097/QCO.0b013e3282f44c74.Vorou R.M., Papavassiliou V.G., Pierroutsakos I.N. Cowpox virus infection: an emerging health threat. Curr. Opin. Infect. Dis. 2008; 21(2):153–6. DOI: 10.1097/QCO.0b013e3282f44c74.Trindade G.S., Lobato Z.I., Drumond B.P., Leite J.A., Trigueiro R.C., Guedes M.I., da Fonseca F.G., dos Santos J.R., Bonjardim C.A., Ferreira P.C., Kroon E.G. Short report: isolation of two vaccinia virus strains from a single bovine vaccinia outbreak in rural area from Brazil: implications on the emergence of zoonotic orthopoxviruses. Amer. J. Trop. Med. Hyg. 2006; 75(3):486–90.Trindade G.S., Lobato Z.I., Drumond B.P., Leite J.A., Trigueiro R.C., Guedes M.I., da Fonseca F.G., dos Santos J.R., Bonjardim C.A., Ferreira P.C., Kroon E.G. Short report: isolation of two vaccinia virus strains from a single bovine vaccinia outbreak in rural area from Brazil: implications on the emergence of zoonotic orthopoxviruses. Amer. J. Trop. Med. Hyg. 2006; 75(3):486–90.Townsend M.B., MacNeil A., Reynolds M.G., Hughes C.M., Olson V.A., Damon I.K., Karem K.L. Evaluation of the Tetracore Orthopox BioThreat® antigen detection assay using laboratory grown orthopoxviruses and rash illness clinical specimens. J. Virol. Meth. 2013; 187(1):37–42. DOI: 10.1016/j.jviromet.2012.08.023.Townsend M.B., MacNeil A., Reynolds M.G., Hughes C.M., Olson V.A., Damon I.K., Karem K.L. Evaluation of the Tetracore Orthopox BioThreat® antigen detection assay using laboratory grown orthopoxviruses and rash illness clinical specimens. J. Virol. Meth. 2013; 187(1):37–42. DOI: 10.1016/j.jviromet.2012.08.023.Mabey D., Peeling R.W., Ustianowski A., Perkins M.D. Diagnostics for the developing world. Nat. Rev. Microbiol. 2004; 2:231–40. DOI: 10.1038/nrmicro841.Mabey D., Peeling R.W., Ustianowski A., Perkins M.D. Diagnostics for the developing world. Nat. Rev. Microbiol. 2004; 2:231–40. DOI: 10.1038/nrmicro841.Petersen K., McMillan W. IVD systems in bioterrorism response. IVD Technol. 2002; 3:12–9.Petersen K., McMillan W. IVD systems in bioterrorism response. IVD Technol. 2002; 3:12–9.Gavrilova E., Shcherbakov D., Maksyutov R., Shchelkunov S. Development of real-time PCR assay for specifc detection of cowpox virus. J. Clin. Virol. 2010; 49(1):37–40. DOI: 10.1016/j.jcv.2010.06.003.Gavrilova E., Shcherbakov D., Maksyutov R., Shchelkunov S. Development of real-time PCR assay for specifc detection of cowpox virus. J. Clin. Virol. 2010; 49(1):37–40. DOI: 10.1016/j.jcv.2010.06.003.Stern D., Olson V., Smith S., Pietraszczyk M., Miller L., Miethe P., Dorner B., Nitsche A. Rapid and sensitive point-of-care detection of orthopoxviruses by ABICAP immunofltration. Virol. J. 2016; 13(1):207. DOI: 10.1186/s12985-016-0665-5.Stern D., Olson V., Smith S., Pietraszczyk M., Miller L., Miethe P., Dorner B., Nitsche A. Rapid and sensitive point-of-care detection of orthopoxviruses by ABICAP immunofltration. Virol. J. 2016; 13(1):207. DOI: 10.1186/s12985-016-0665-5.Stern D., Pauly D., Zydek M., Miller L., Piesker J., Laue M., Lisdat F., Dorner M.B., Dorner B.G., Nitsche A. Development of a genus-specifc antigen capture ELISA for orthopoxviruses – target selection and optimized screening. PLoS ONE. 2016; 11(3):e0150110. DOI: 10.1371/journal.pone.0150110.Stern D., Pauly D., Zydek M., Miller L., Piesker J., Laue M., Lisdat F., Dorner M.B., Dorner B.G., Nitsche A. Development of a genus-specifc antigen capture ELISA for orthopoxviruses – target selection and optimized screening. PLoS ONE. 2016; 11(3):e0150110. DOI: 10.1371/journal.pone.0150110.Полтавченко А.Г., Ерш А.В., Таранов О.С., Якубицкий С.Н., Филатов П.В. Быстрый иммунохимический метод выявления ортопоксвирусов (Orthopoxvirus, Chordopoxvirinae, Poxviridae). Вопросы вирусологии. 2019; 64(6):291–7. DOI: 10.36233/0507-4088-2019-64-6-291-297.Poltavchenko A.G., Ersh A.V., Taranov O.S., Yakubitskiy S.N., Filatov P.V. Rapid immunochemical method for the detection of orthopoxviruses (Orthopoxvirus, Chordopoxvirinae, Poxviridae). Voprosy Virusologii [Problems of Virology]. 2019; 64(6):291–7. DOI: 10.36233/0507-4088-2019-64-6-291-297.Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Washington: National Academies Press; 1996. 154 р.Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Washington: National Academies Press; 1996. 154 р.Poltavchenko A.G., Zaytzev B.N., Ersh A.V., Korneev D.V., Taranov O.S., Filatov P.V., Nechitaylo O.V. The selection and optimization of the detection system for self-contained multiplexed dot-immunoassay. J. Immunoassay Immunochem. 2016; 37(5):540–54. DOI: 10.1080/15321819.2016.1174134.Poltavchenko A.G., Zaytzev B.N., Ersh A.V., Korneev D.V., Taranov O.S., Filatov P.V., Nechitaylo O.V. The selection and optimization of the detection system for self-contained multiplexed dot-immunoassay. J. Immunoassay Immunochem. 2016; 37(5):540–54. DOI: 10.1080/15321819.2016.1174134.Poltavchenko A., Zaitsev B., Ersh A. Taranov O., Korneev D., Nikonov A. Selection of Substrate Material for Protein Arrays. Prot. Met. Phys. Chem. Surf. 2016; 52(2):301–7. DOI: 10.1134/S2070205116020234.Poltavchenko A., Zaitsev B., Ersh A. Taranov O., Korneev D., Nikonov A. Selection of Substrate Material for Protein Arrays. Prot. Met. Phys. Chem. Surf. 2016; 52(2):301–7. DOI: 10.1134/S2070205116020234.Сергеев Ал.А., Булычев Л.Е., Пьянков О.В., Сергеев Ар.А., Боднев С.А., Кабанов А.С., Туманов Ю.В., Юрганова И.А., Шишкина Л.Н., Агафонов А.П., Сергеев А.Н. Чувствительность различных видов животных к вирусу оспы обезьян. Проблемы особо опасных инфекций. 2012; 111(1):88–91. DOI: 10.21055/0370-1069-2012-1(111)-88-91.Sergeev A.A., Bulychev L.E., P’yankov O.V., Sergeev A.A., Bodnev S.A., Kabanov A.S., Tumanov Yu.V., Yurganova I.A., Shishkina L.N., Agafonov A.P., Sergeev A.N. Sensitivity of different animal species to monkeypox virus. Problemy Osobo Opasnykh Infektsii. [Problems of Particularly Dangerous Infections]. 2012; 111(1):88–91. DOI: 10.21055/0370-1069-2012-1(111)-88-91.Czerny C.P., Meyer H., Mahnel H. Establishment of an ELISA for the detection of orthopox viruses based on neutralizing monoclonal and polyclonal antibodies. Zentralbl. Veterinarmed B. 1989; 36(7):537–46. DOI: 10.1111/j.1439-0450.1989.tb00641.x.Czerny C.P., Meyer H., Mahnel H. Establishment of an ELISA for the detection of orthopox viruses based on neutralizing monoclonal and polyclonal antibodies. Zentralbl. Veterinarmed B. 1989; 36(7):537–46. DOI: 10.1111/j.1439-0450.1989.tb00641.x.Gilchuk I., Gilchuk P., Sapparapu G., Lampley R., Singh V., Kose N., Blum D., Hughes L., Satheshkumar P., Townsend M., Kondas A., Reed Z., Weiner Z., Olson V., Hammarlund E., Raue H., Slifka M., Slaughter J., Graham B., Edwards K., Eisenberg R., Cohen G., Joyce S., Crowe J. Cross-Neutralizing and Protective Human Antibody Specifcities to Poxvirus Infections. Cell. 2016; 167(3):684–94. DOI:10.1016/j.cell.2016.09.049.Gilchuk I., Gilchuk P., Sapparapu G., Lampley R., Singh V., Kose N., Blum D., Hughes L., Satheshkumar P., Townsend M., Kondas A., Reed Z., Weiner Z., Olson V., Hammarlund E., Raue H., Slifka M., Slaughter J., Graham B., Edwards K., Eisenberg R., Cohen G., Joyce S., Crowe J. Cross-Neutralizing and Protective Human Antibody Specifcities to Poxvirus Infections. Cell. 2016; 167(3):684–94. DOI:10.1016/j.cell.2016.09.049.

The authors declare that there are no conflicts of interest present.