Разработка теста латекс-агглютинации для выявления патогенных буркхольдерий и его апробация в эндемичных регионах Вьетнама

Цель работы – разработка латекс-теста для выявления возбудителя мелиоидоза, где в качестве сенситина использовались моноклональные антитела, а также апробация лиофильно высушенного экспериментального препарата на бактериальных изолятах из объектов внешней среды, собранных на территории Социалистической Республики Вьетнам.

Материалы и методы. Носителями специфических антител являлись окрашенные полиакролеиновые латексные частицы с активными альдегидными группами на поверхности. Для контроля специфичности диагностикума использовали типичные штаммы возбудителей мелиоидоза и сапа с полноценной антигенной структурой, а также штаммы Burkholderia thailandensis, Burkholderia cepacia, Pseudomonas aeruginosa и Pseudomonas putida. Реакцию латекс-агглютинации выполняли с бактериальными взвесями 1–2·109 м.к./мл на пластиковых чашках Петри. Результаты реакции оценивали визуально на темном фоне по 4-крестовой системе в течение 5–8 мин. Положительной считали реакцию на 3–4 креста. Подозрительные на принадлежность к патогенным буркхольдериям колонии из первичных посевов переносили на L-агар с полимиксином В и выращивали 36 часов при температуре (37±1) °С. Видовую принадлежность отобранных колоний определяли методом мультиплексной ПЦР с использованием набора реагентов «Амплиген Буркхольдерии группы «pseudomallei» βL B/D – EPh».

Результаты и обсуждение. С коллекционными штаммами экспериментальный препарат продемонстрировал высокую чувствительность, агглютинировав 97,7 % штаммов B. pseudomallei и все штаммы B. mallei, реакция с B. thailandensis, B. cepacia, P. aeruginos и P. putida была отрицательной. При скрининге бактериальных культур, изолированных из объектов внешней среды, чувствительность диагностикума составила 89,4 %. Таким образом, использование латекс-теста на этапе первичного скрининга большого количества образцов существенно сокращает время выделения чистых культур возбудителей мелиоидоза и сапа и их идентификацию. 

1. Brilhante R.S., Bandeira T.J., Cordeiro R.A., Grangeiro T.B., Lima R.A., Ribeiro J.F., Castelo-Branco D.S., Rodrigues J.L., Coelho I.C., Magalhães F.G., Rocha M.F., Sidrim J.J. Clinicalepidemiological features of 13 cases of melioidosis in Brazil. J. Clin. Microbiol. 2012; 50(10):3349–52. DOI: 10.1128/JCM.01577-12.

2. Dance D.A., Limmathurotsakul D. Global burden and challenges of melioidosis. Trop. Med. Infect. Dis. 2018; 3(1):13. DOI: 10.3390/tropicalmed3010013.

3. Currie B.J. Melioidosis: an important cause of pneumonia in residents of and travellers returned from endemic regions. Eur. Respir. J. 2003; 22(3):542–50. DOI: 10.1183/09031936.03.00006203.

4. Lipsitz R. Garges S., Aurigemma R., Baccam P., Blaney D.D., Cheng A.C., Currie B.J., Dance D., Gee J.E., Larsen J., Limmathurotsakul D., Morrow M.G., Norton R., O’Mara E., Peacock S.J., Pesik N., Rogers L.P., Schweizer H.P., Steinmetz I., Tan G., Tan P., Wiersinga W.J., Wuthiekanun V., Smith T.L. Workshop on treatment of and postexposure prophylaxis for Burkholderia pseudomallei and B. mallei infection. Emerg. Infect. Dis. 2012; 18(12):e2. DOI: 10.3201/eid1812.120638.

5. Perumal Samy R., Stiles B.G., Sethi G., Lim L.H.K. Melioidosis: Clinical impact and public health threat in the tropics. PLoS Negl. Trop. Dis. 2017; 11(5):e0004738. DOI: 10.1371/journal.pntd.0004738.

6. Wiersinga W.J., Virk H.S., Torres A.G., Currie B.J., Peacock S.J., Dance D.A.B., Limmathurotsakul D. Melioidosis. Nat. Rev. Dis. Primers. 2018; 4:17107. DOI: 10.1038/nrdp.2017.107.

7. Limmathurotsakul D., Golding N., Dance D.A., Messina J.P., Pigott D.M., Moyes C.L., Rolim D.B., Bertherat E., Day N.P., Peacock S.J., Hay S.I. Predicted global distribution of Burkholderia pseudomallei and burden of melioidosis. Nat. Microbiol. 2016; 1:15008. DOI: 10.1038/nmicrobiol.2015.8.

8. Захарова И.Б. Актуальные вопросы современной эпидемиологии мелиоидоза: обзор литературы и анализ случаев завоза инфекции в не эндемичные регионы. Эпидемиология и инфекционные болезни. 2018; 23(3):126–133. DOI: 10.18821/15609529-2018-23-3-126-133.

9. Benoit T.J., Blaney D.D., Doker T.J., Gee J.E., Elrod M.G., Rolim D.B., Inglis T.J., Hoffmaster A.R., Bower W.A., Walke H.T. A review of melioidosis cases in the Americas. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2015; 93(6):1134–9. DOI: 10.4269/ajtmh.15-0405.

10. Stone R. Infectious disease. Racing to defuse a bacterial time bomb. Science. 2007; 317(5841):1022–4. DOI: 10.1126/science.317.5841.1022.

11. Federal Select Agent Program. 2014. [Электронный ресурс]. URL: http://www.selectagents.gov/ (дата обращения 15.05.2015).

12. Lau S.K., Sridhar S., Ho C.C., Chow W.N., Lee K.C., Lam C.W., Yuen K.Y., Woo P.C. Laboratory diagnosis of melioidosis: past, present and future. Exp. Biol. Med. (Maywood). 2015; 240(6):742– 51. DOI: 10.1177/1535370215583801.

13. Gilad J., Schwartz D., Amsalem Y. Clinical features and laboratory diagnosis of infection with the potential bioterrorism agents Burkholderia mallei and Burkholderia pseudomallei. Int. J. Biomed. Sci. 2007; 3(3):144–52.

14. Онищенко Г.Г., Кутырев В.В., редакторы. Лабораторная диагностика опасных инфекционных болезней. Практическое руководство. Изд. 2-е, перераб. и доп. М.: ЗАО «Шико»; 2013. 560 с.

15. Фролов Д.М., Сенина Т.В., Замарина Т.В., Храпова Н.П. Использование реакции латекс-агглютинации в ускоренном определении патогенных буркхольдерий. Проблемы особо опасных инфекций. 2019; 3:106–10. DOI: 10.21055/0370-10692019-3-106-110.

16. Zakharova I., Teteryatnikova N., Toporkov A., Viktorov D. Development of a multiplex PCR assay for the detection and differentiation of Burkholderia pseudomallei, Burkholderia mallei, Burkholderia thailandensis, and Burkholderia cepacia complex. Acta Trop. 2017; 174:1–8. DOI:10.1016/j.actatropica.2017.06.016.

17. Попова А.Ю., Топорков А.В., редакторы. Актуальные направления и перспективы российско-вьетнамского сотрудничества в сфере обеспечения санитарно-эпидемиологического благополучия. Волгоград: Волга-Пресс; 2019. 400 c.

18. Топорков А.В., Кузнецов А.Н., Нгуен Х. Зы, редакторы. Лабораторный скрининг и идентификация Burkholderia pseudomallei: практическое руководство. Волгоград: ВолгаПресс; 2018. 95 с.

19. Vasilieva K.V., Teteryatnikova N.N., Kuzutina Y.A., Bui Lan Anh T., Ustinov D.V., Viktorov D.V., Victorov A.V., Zakharova I.B. The variability of a gene composition of capsular polysaccharide biosynthesis cluster in Burkholderia thailandensis. In: 9th World melioidosis congress, Local Action through Global Knowledge. Hanoi, Vietnam, 15–18 October 2019. Institute of Microbiology and Biotechnology; 2019. P. 186.

20. Parsons Y.N., Banasko R., Detsika M.G., Duangsonk K., Rainbow L., Hart C.A., Winstanley C. Suppression-subtractive hybridization reveals variations in gene distribution amongst the Burkholderia cepacia complex, including the presence in some strains of a genomic island containing putative polysaccharide production genes. Arch. Microbiol. 2003; 179(3):214–23. DOI: 10.1007/s00203-003-0518-7.

21. Songsri J., Kinoshita Y., Kwanhian W., Wisessombat S., Tangpong J., Rahman-Khan M.S., Tuanyok A. Cross-reactivity of latex agglutination assay complicates the identification of Burkholderia pseudomallei from soil. FEMS Microbiol. Lett. 2018; 365(22). DOI: 10.1093/femsle/fny256.

22. Duval B.D., Elrod M.G., Gee J.E., Chantratita N., Tandhavanant S., Limmathurotsakul D., Hoffmaster A.R. Evaluation of a latex agglutination assay for the identification of Burkholderia pseudomallei and Burkholderia mallei. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2014; 90(6):1043–6. DOI: 10.4269/ajtmh.14-0025.

23. Woods K.L., Boutthasavong L., NicFhogartaigh C., Lee S.J., Davong V., AuCoin D.P., Dance D. Evaluation of a rapid diagnostic test for detection of Burkholderia pseudomallei in the Lao People’s Democratic Republic. J. Clin. Microbiol. 2018; 56(7):e02002-17. DOI: 10.1128/JCM.02002-17.