Вариации адаптивного ответа Burkholderia pseudomallei на холодовой стресс

Цель работы – анализ дифференциальной экспрессии генов у штаммов Burkholderia pseudomallei с различным уровнем выживаемости в условиях холодового стресса.

Материалы и методы. В качестве модельных использованы три штамма B. pseudomallei сиквенс-типов ST 46, ST 70 и ST 85; РНК выделяли методом мембранных колонок, стабилизировали дегидратированием; кДНК секвенировали на платформе Illumina MiSeq; функции генов классифицировали в базе данных KEGG PATHWAY.

Результаты и обсуждение. На основании анализа транскриптомов штаммов B. pseudomallei после длительного холодового стресса впервые описаны молекулярные механизмы адаптации B. pseudomallei к низким температурам. Показано, что адаптация B. pseudomallei к холодовому стрессу связана с регуляторными процессами, приводящими к значительному снижению общей транскрипционной активности. Обнаружено две стратегии адаптации к низким температурам: 1) модуляция регуляторных процессов, приводящая к подавлению экспрессии генов основных путей метаболизма до минимального уровня, обеспечивающего жизнеспособность клетки, и активация минимально необходимого набора генов стрессового ответа; 2) менее выраженное подавление общего метаболизма в сочетании с активацией экспрессии расширенного спектра генов холодового и теплового шока, общего, осмотического и универсального стрессов. Оба механизма обеспечивают возбудителю мелиоидоза выживание в условиях длительного холодового стресса при низких положительных температурах. При отрицательных – первая стратегия показала большую эффективность, переход B. pseudomallei в жизнеспособное, но некультивируемое состояние происходит в долгосрочной перспективе (не менее 2 лет), при реализации второй – в течение 2 месяцев. Оценка потенциала и молекулярных механизмов адаптации этой бактерии к холодовому стрессу необходима для понимания степени риска при возможном заносе B. pseudomallei в регионы с умеренным климатом и разработки эффективных мер обеспечения биобезопасности окружающей среды.

1. Limmathurotsakul D., Golding N., Dance D.A., Messina J.P., Pigott D.M., Moyes C.L., Rolim D.B., Bertherat E., Day N.P., Peacock S.J., Hay S.I. Predicted global distribution of Burkholderia pseudomallei and burden of melioidosis. Nat. Microbiol. 2016; 1(1):15008. DOI: 10.1038/nmicrobiol.2015.8.

2. Yip T.W., Hewagama S., Mayo M., Price E.P., Sarovich D.S., Bastian I., Baird R.W., Spratt B.G., Currie B.J. Endemic melioidosis in residents of desert region after atypically intense rainfall in central Australia, 2011. Emerg. Infect. Dis. 2015; 21(6):1038–40. DOI: 10.3201/eid2106.141908.

3. Chapple S.N.J., Sarovich D.S., Holden M.T.G., Peacock S.J., Buller N., Golledge C., Mayo M., Currie B.J., Price E.P. Whole-genome sequencing of a quarter-century melioidosis outbreak in temperate Australia uncovers a region of low-prevalence endemicity. Microb. Genom. 2016; 2(7):e000067. DOI: 10.1099/mgen.0.000067.

4. Mollaret H.H. “L’affaire du jardin des plantes” ou comment la mélioïdose fit son apparition en France. Med. Mal. Infect. 1988; 18(9):643–54. DOI: 10.1016/S0399-077X(88)80175-6.

5. Zakharova I., Chirskov P., Lopasteyskaya Ya., Bui T. Lan Anh, Toporkov A., Viktorov D. Can frozen Burkholderia pseudomallei come back to life? EC Microbiology. 2021; 17(4):58–63.

6. Phadtare S., Severinov K. RNA remodeling and gene regulation by cold shock proteins. RNA Biol. 2010; 7(6):788–95. DOI: 10.4161/rna.7.6.13482.

7. Su D., Hao L., Chen F., Li S., Abdelrahman A.M., Zhang Y., Yu H., Liu S., Li M. CspE is overproduced by temperature downshift in the Acinetobacter johnsonii DBP-3. Curr. Microbiol. 2016; 72(5):563–9. DOI: 10.1007/s00284-015-0979-3.

8. Moser L.A., Ramirez-Carvajal L., Puri V., Pauszek S.J., Matthews K., Dilley K.A., Mullan C., McGraw J., Khayat M., Beeri K., Yee A., Dugan V., Heise M.T., Frieman M.B., Rodriguez L.L., Bernard K.A., Wentworth D.E., Stockwel T.B., Shabman R.S. A universal next-generation sequencing protocol to generate noninfectious barcoded cDNA libraries from high-containment RNA viruses. mSystems. 2016; 1(3):e00039-15. DOI: 10.1128/mSystems.00039-15.

9. Martin M. Cutadapt removes adapter sequences from highthroughput sequencing reads. EMBnet. J. 2011; 17(1):10. DOI: 10.14806/ej.17.1.200.

10. Nurk S., Bankevich A., Antipov D., Gurevich A.A., Korobeynikov A., Lapidus A., Prjibelski A.D., Pyshkin A., Sirotkin A., Sirotkin Y., Stepanauskas R., Clingenpeel S.R., Woyke T., McLean J.S., Lasken R., Tesler G., Alekseyev M.A., Pevzner P.A. Assembling single-cell genomes and mini-metagenomes from chimeric MDA products. J. Comput. Biol. 2013; 20(10):714–37. DOI: 10.1089/cmb.2013.0084.

11. Prjibelski A.D., Vasilinetc I., Bankevich A., Gurevich A., Krivosheeva T., Nurk S., Pham S., Korobeynikov A., Lapidus A., Pevzner, P.A. ExSPAnder: a universal repeat resolver for DNA fragment assembly. Bioinformatics. 2014; 30(12):i293–301. DOI: org/10.1093/bioinformatics/btu266.

12. Vasilinetc I., Prjibelski A.D., Gurevich A., Korobeynikov A., Pevzner P.A. Assembling short reads from jumping libraries with large insert sizes. Bioinformatics. 2015; 31(20):3262–8. DOI: 10.1093/bioinformatics/btv337.

13. Nyström T., Neidhardt F.C. Expression and role of the universal stress protein, UspA, of Escherichia coli during growth arrest. Mol. Microbiol. 1994; 11(3):537–44. DOI: 10.1111/j.13652958.1994.tb00334.x.

14. Hauryliuk V., Atkinson G.C., Murakami K.S., Tenson T., Gerdes K. Recent functional insights into the role of (p)ppGpp in bacterial physiology. Nat. Rev. Microbiol. 2015; 13(5):298–309. DOI: 10.1038/nrmicro3448.

15. Sanyal R., Vimala A., Harinarayanan R. Studies on the regulation of (p)ppGpp metabolism and its perturbation through the over-expression of nudix hydrolases in Escherichia coli. Front. Microbiol. 2020; 11:562804. DOI: 10.3389/fmicb.2020.562804.

16. Schumann W. Regulation of bacterial heat shock stimulons. Cell Stress Chaperones. 2016; 21(6):959–68. DOI: 10.1007/s12192016-0727-z.

17. Pumirat P., Saetun P., Sinchaikul S., Chen S.T., Korbsrisate S., Thongboonkerd V. Altered secretome of Burkholderia pseudomallei induced by salt stress. Biochim. Biophys. Acta. 2009; 1794(6):898– 904. DOI: 10.1016/j.bbapap.2009.01.011.

18. Korbsrisate S., Vanaporn M., Kerdsuk P., Kespichayawattana W., Vattanaviboon P., Kiatpapan P., Lertmemongkolchai G. The Burkholderia pseudomallei RpoE (AlgU) operon is involved in environmental stress tolerance and biofilm formation. FEMS Microbiol. Lett. 2005; 252(2):243–9. DOI: 10.1016/j.femsle.2005.09.002.

19. Vanaporn M., Vattanaviboon P., Thongboonkerd V., Korbsrisate S. The rpoE operon regulates heat stress response in Burkholderia pseudomallei. FEMS Microbiol. Lett. 2008; 284(2):191–6. DOI: 10.1111/j.1574-6968.2008.01216.x.

20. Zhuo L., Zhang Z., Pan Z., Sheng D.H., Hu W., Li Y.Z. CIRCE element evolved for the coordinated transcriptional regulation of bacterial duplicate groELs. Biochim. Biophys. Acta Gene Regul. Mech. 2018; 1861(10):928–37. DOI: 10.1016/j. bbagrm.2018.08.003.

21. Susin M.F., Perez H.R., Baldini R.L., Gomes S.L. Functional and structural analysis of HrcA repressor protein from Caulobacter crescentus. J. Bacteriol. 2004; 186(20):6759–67. DOI: 10.1128/JB.186.20.6759-6767.2004.

22. Yabuuchi E., Wang L, Arakawa M., Yano I. Survival of Pseudomonas pseudomallei strains at 5 degrees C. Kansenshogaku Zasshi. 1993; 67(4):331–5. DOI: 10.11150/kansenshogakuzasshi19 70.67.331.