Современные молекулярно-генетические методы и перспективы их применения для индикации и идентификации штаммов Yersinia pestis

В обзоре представлен анализ литературных данных, посвященных применению разнообразных современных молекулярно-генетических методов для проведения индикации и идентификации штаммов Yersinia pestis, обладающих разными свойствами и степенью вирулентности, что обусловлено разнообразными природными условиями, в которых они циркулируют. Методы рассмотрены и с позиции перспективности их применения на трех уровнях (территориальном, региональном и федеральном) системы лабораторной диагностики инфекционных болезней в организациях Роспотребнадзора, для решения задачи поддержания санитарно-эпидемиологического благополучия населения страны. Рассмотрены основные группы методов: основанные на анализе длин рестрикционных фрагментов (рибо- и IS-типирование, пульс-гельэлектрофорез); основанные на анализе специфических фрагментов (DFR-типирование, VNTR-типирование); основанные на секвенировании (MLST, CRISPR-анализ, SNP-анализ); ПЦР -методы (включая IPCR, SPA); методы изотермической амплификации (LAMP, HDA, RPA, SEA, PCA, SHERLOCK); ДНК‑ чипы; методы, использующие технологию аптамеров; био- и наносенсоры; ДНК - оригами; методы на основе нейронных сетей. В результате проведенного анализа можно сделать вывод о стремительном развитии молекулярной диагностики и генетики, которое направлено на повышение оперативности, многофакторности и упрощение применения с отсутствием необходимости в дорогостоящем оборудовании и высококвалифицированных кадрах для проведения анализа. На всех уровнях системы лабораторной диагностики инфекционных болезней в организациях Ропотребнадзора возможно использование методов, основанных на ПЦР, изотермической амплификации, SHERLOCK, биосенсорах, малогабаритных приборах для секвенирования. На территориальном уровне в противочумных станциях перспективным является использование иммуно‑ПЦР и SPA для проведения индикации Y. pestis. На региональном уровне многообещающим выглядит внедрение технологий, основанных на использовании аптамеров и ДНК‑ чипах. Для федерального уровня перспективно применение методов ДНК -оригами и новых технологий полногеномного секвенирования в рамках выполнения расширенной идентификации, молекулярного типирования и секвенирования геномов штаммов возбудителя чумы.

1. Онищенко Г.Г., Смоленский В.Ю., Ежлова Е.Б., Демина Ю.В., Топорков В.П., Топорков А.В., Ляпин М.Н., Кутырев В.В. Концептуальные основы биологической безопасности. Часть 1. Вестник Российской академии медицинских наук. 2013; 10:4–13.

2. Онищенко Г.Г., Кутырев В.В., Кривуля С.Д., Федоров Ю.М., Топорков В.П. Стратегия борьбы с инфекционными болезнями и санитарная охрана территорий в современных условиях. Проблемы особо опасных инфекций. 2006; 2:5–9.

3. Ерошенко Г.А., Краснов Я.М., Носов Н.Ю., Куклева Л.М., Никифоров К.А., Оглодин Е.Г., Кутырев В.В. Совершенствование подвидовой классификации Yersinia pestis на основе данных полногеномного секвенирования штаммов из России и сопредельных государств. Проблемы особо опасных инфекций. 2015; 4:58–64. DOI: 10.21055/0370-1069-2015-4-58-64.

4. Kutyrev V.V., Eroshenko G.A., Motin V.L., Nosov N.Y., Krasnov J.M., Kukleva L.M., Nikiforov K.A., Al’khova Z.V., Oglodin E.G., Guseva N.P. Phylogeny and classification of Yersinia pestis through the lens of strains from the plague foci of Commonwealth of Independent States. Front. Microbiol. 2018; 9:1106. DOI: 10.3389/fmicb.2018.01106.

5. Никифоров К.А., Морозов О.А., Носов Н.Ю., Куклева Л.М., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Популяционная структура, таксономия и генетические особенности штаммов Yersinia pestis центральноазиатского подвида. Генетика. 2018; 54(10):1125–35. DOI: 10.1134/S0016675818100107.

6. Cui Y., Yu C., Yan Y., Li D., Li Y., Jombart T., Weinert L.A., Wang Z., Guo Z., Xu L., Zhang Y., Zheng H., Qin N., Xiao X., Wu M., Wang X., Zhou D., Qi Z., Du Z., Wu H., Yang X., Cao H., Wang H., Wang J., Yao S., Rakin A., Li Y., Falush D., Balloux F., Achtman M., Song Y., Wang J., Yang R. Historical variations in mutation rate in an epidemic pathogen, Yersinia pestis. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2013; 110(2):577–82. DOI: 10.1073/pnas.1205750110.

7. Платонов М.Е., Евсеева В.В., Дентовская С.В., Анисимов А.П. Молекулярное типирование Yersinia pestis. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2013; 2:3–12.

8. Zhang Y., Luo T., Yang C, Yue X., Guo R., Wang X., Buren M., Song Y., Yang R., Cao H., Cui Y., Dai X. Phenotypic and molecular genetic characteristics of Yersinia pestis at an emerging natural plague focus, Junggar Basin, China. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2018; 98(1):231–7. DOI: 10.4269/ajtmh.17-0195.

9. Wang P., Shi L., Zhang F., Guo Y., Zhang Z., Tan H., Cui Z., Ding Y., Liang Y., Liang Y., Yu D., Xu J., Li W., Song Z. Ten years of surveillance of the Yulong plague focus in China and the molecular typing and source tracing of the isolates. PLoS Negl. Trop. Dis. 2018; 12(3):e0006352. DOI: 10.1371/journal.pntd.0006352.

10. Nour El-Din H.T., Yassin A.S., Ragab Y.M., Hashem A.M. Phenotype-genotype characterization and antibiotic-resistance correlations among colonizing and infectious methicillin-resistant Staphylococcus aureus recovered from intensive care units. Infect. Drug. Resist. 2021; 14:1557–71. DOI: 10.2147/IDR.S296000.

11. Jolley K.A., Maiden M.C. Using multilocus sequence typing to study bacterial variation: prospects in the genomic era. Future Microbiol. 2014; 9(5):623–30. DOI: 10.2217/fmb.14.24.

12. Grissa I., Vergnaud G., Pourcel C. Clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPRs) for the genotyping of bacterial pathogens. Methods Mol. Biol. 2009; 551:105–16. DOI: 10.1007/978-1-60327-999-4_9.

13. Spyrou M.A., Keller M., Tukhbatova R.I., Scheib C.L., Nelson E.A., Andrades Valtueña A., Neumann G.U., Walker D., Alterauge A., Carty N., Cessford C., Fetz H., Gourvennec M., Hartle R., Henderson M., von Heyking K., Inskip S.A., Kacki S., Key F.M., Knox E.L., Later C., Maheshwari-Aplin P., Peters J., Robb J.E., Schreiber J., Kivisild T., Castex D., Lösch S., Harbeck M., Herbig A., Bos K.I., Krause J. Phylogeography of the second plague pandemic revealed through analysis of historical Yersinia pestis genomes. Nat. Commun. 2019; 10(1):4470. DOI: 10.1038/s41467-019-12154-0.

14. Chen F., Ye J., Liu W., Chio C., Wang W., Qin W. Knockout of a highly GC-rich gene in Burkholderia pyrrocinia by recombineering with freeze-thawing transformation. Mol. Plant Pathol. 2021; 22(7):843–57. DOI: 10.1111/mpp.13058.

15. Yang S., Yuan Z.J., Zhu Y.H., Chen X., Wang W. lncRNA PVT1 promotes cetuximab resistance of head and neck squamous cell carcinoma cells by inhibiting miR-124-3p. Head Neck. 2021; 43(9):2712–23. DOI: 10.1002/hed.26742.

16. Mortazavipour M.M., Shahbazi S., Mahdian R. Detection of paternal IVS-II-1 (G>A) (HBB: c.315+1G>A) mutation in cell-free fetal DNA using COLD-PCR assay. Hemoglobin. 2020; 44(3):168–73. DOI: 10.1080/03630269.2020.1768864.

17. Kane S.R., Shah S.R., Alfaro T.M. Development of a rapid viability polymerase chain reaction method for detection of Yersinia pestis. J. Microbiol. Methods. 2019; 162:21–7. DOI: 10.1016/j.mimet.2019.05.005.

18. Siggillino A., Ulivi P., Pasini L., Reda M.S., Chiadini E., Tofanetti F.R., Baglivo S., Metro G., Crinó L., Delmonte A., Minotti V., Roila F., Ludovini V. Detection of EGFR mutations in plasma cell-free tumor DNA of TKI-treated advanced-NSCLC patients by three methodologies: Scorpion-ARMS, PNAClamp, and Digital PCR. Diagnostics (Basel). 2020; 10(12):1062. DOI: 10.3390/diagnostics10121062.

19. Schneider R., Lamien-Meda A., Auer H., Wiedermann-Schmidt U., Chiodini P.L., Walochnik J. Validation of a novel FRET real-time PCR assay for simultaneous quantitative detection and discrimination of human Plasmodium parasites. PLoS One. 2021; 16(6):e0252887. DOI: 10.1371/journal.pone.0252887.

20. Sherrill-Mix S., Hwang Y., Roche A.M., Glascock A., Weiss S.R., Li Y., Haddad L., Deraska P., Monahan C., Kromer A., Graham-Wooten J., Taylor L.J., Abella B.S., Ganguly A., Collman R.G., Van Duyne G.D., Bushman F.D. Detection of SARS-CoV-2 RNA using RT-LAMP and molecular beacons. Genome Biol. 2021; 22(1):169. DOI: 10.1186/s13059-021-02387-y.

21. Никифоров К.А., Куклева Л.М., Ситмбетов Д.А., Осина Н.А., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Конструирование набора реагентов «ГенПест-подвид/алтай-РГ Ф». Проблемы особо опасных инфекций. 2021; 4:90–5. DOI: 10.21055/0370-1069-2021-4-90-95.

22. Thomas M.C., Janzen T.W., Huscyzynsky G., Mathews A., Amoako K.K. Development of a novel multiplexed qPCR and Pyrosequencing method for the detection of human pathogenic yersiniae. Int. J. Food. Microbiol. 2017; 257:247–53. DOI: 10.1016/j.ijfoodmicro.2017.06.019.

23. Newton C.R., Graham A., Heptinstall L.E., Powell S.J., Summers C., Kalsheker N., Smith J.C., Markham A.F. Analysis of any point mutation in DNA. The amplification refractory mutation system (ARMS). Nucleic Acids Res. 1989; 17(7):2503–16. DOI: 10.1093/nar/17.7.2503.

24. Cai L., Kong F., Jelfs P., Gilbert G.L., Sintchenko V. Rolling circle amplification and multiplex allele-specific PCR for rapid detection of katG and inhA gene mutations in Mycobacterium tuberculosis. Int. J. Med. Microbiol. 2009; 299(8):574–81. DOI: 10.1016/j.ijmm.2009.05.006.

25. Vogler A.J., Driebe E.M., Lee J., Auerbach R.K., Allender C.J., Stanley M., Kubota K., Andersen G.L., Radnedge L., Worsham P.L., Keim P., Wagner D.M. Assays for the rapid and specific identification of North American Yersinia pestis and the common laboratory strain CO92. Biotechniques. 2008; 44(2):201, 203–204, 207. DOI: 10.2144/000112815.

26. Sano T., Smith C.L., Cantor C.R. Immuno-PCR: very sensitive antigen detection by means of specific antibody-DNA conjugates. Science. 1992; 258(5079):120–2. DOI: 10.1126/science.1439758.

27. Jayathilake C., Nemoto N. cDNA Display-mediated immuno-PCR (cD-IPCR): An ultrasensitive immunoassay for biomolecular detection. Methods Mol Biol. 2021; 2261:307–21. DOI: 10.1007/978-1-0716-1186-9_19.

28. Malou N., Tran T.N., Nappez C., Signoli M., Le Forestier C., Castex D., Drancourt M., Raoult D. Immuno-PCR – a new tool for paleomicrobiology: the plague paradigm. PLoS One. 2012; 7(2):e31744. DOI: 10.1371/journal.pone.0031744.

29. Adessi C., Matton G., Ayala G., Turcatti G., Mermod J.J., Mayer P., Kawashima E. Solid phase DNA amplification: characterization of primer attachment and amplification mechanisms. Nucleic Acids Res. 2000; 28(20):E87. DOI: 10.1093/nar/28.20.e87.

30. Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K., Amino N., Hase T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 2000; 28(12):E63. DOI: 10.1093/nar/28.12.e63.

31. Singh R., Pal V., Tripathi N.K., Goel A.K. Development of a pair of real-time loop mediated isothermal amplification assays for detection of Yersinia pestis, the causative agent of plague. Mol. Cell Probes. 2020; 54:101670. DOI: 10.1016/j.mcp.2020.101670.

32. Jin J., Duan L., Fu J., Chai F., Zhou Q., Wang Y., Shao X., Wang L., Yan M., Su X., Zhang Y., Pan J., Chen J. A real-time LAMP-based dual-sample microfluidic chip for rapid and simultaneous detection of multiple waterborne pathogenic bacteria from coastal waters. Anal. Methods. 2021; 13(24):2710–21. DOI: 10.1039/d1ay00492a.

33. Liu W., Dong D., Yang Z., Zou D., Chen Z., Yuan J., Huang L. Polymerase spiral reaction (PSR): A novel isothermal nucleic acid amplification method. Sci. Rep. 2015; 5:12723. DOI: 10.1038/srep12723.

34. Mayboroda O., Gonzalez Benito A., Sabaté del Rio J., Svobodova M., Julich S., Tomaso H., O’Sullivan C.K., Katakis I. Isothermal solid-phase amplification system for detection of Yersinia pestis. Anal. Bioanal. Chem. 2016; 408(3):671–6. DOI: 10.1007/s00216-015-9177-1.

35. Shi L., Yang G., Zhang Z., Xia L., Liang Y., Tan H., He J., Xu J., Song Z., Li W., Wang P. Reemergence of human plague in Yunnan, China in 2016. PLoS One. 2018; 13(6):e0198067. DOI: 10.1371/journal.pone.0198067.

36. Zasada A.A., Zacharczuk K., Formińska K., Wiatrzyk A., Ziółkowski R., Malinowska E. Isothermal DNA amplification combined with lateral flow dipsticks for detection of biothreat agents. Anal. Biochem. 2018; 560:60–6. DOI: 10.1016/j.ab.2018.09.008.

37. Kortli S., Jauset-Rubio M., Tomaso H., Abbas M.N., Bashammakh A.S., El-Shahawi M.S., Alyoubi A.O., Ben-Ali M., O’Sullivan C.K. Yersinia pestis detection using biotinylated dNTPs for signal enhancement in lateral flow assays. Anal. Chim. Acta. 2020; 1112:54–61. DOI: 10.1016/j.aca.2020.03.059.

38. Müller K., Daßen S., Holowachuk S., Zwirglmaier K., Stehr J., Buersgens F., Ullerich L., Stoecker K. Pulse-Controlled Amplification – A new powerful tool for on-site diagnostics under resource limited conditions. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021; 15(1):e0009114. DOI: 10.1371/journal.pntd.0009114.

39. Cunningham C.H., Hennelly C.M., Lin J.T., Ubalee R., Boyce R.M., Mulogo E.M., Hathaway N., Thwai K.L., Phanzu F., Kalonji A., Mwandagalirwa K., Tshefu A., Juliano J.J., Parr J.B. A novel CRISPR-based malaria diagnostic capable of Plasmodium detection, species differentiation, and drug-resistance genotyping. EBioMedicine. 2021; 68:103415. DOI: 10.1016/j.ebiom.2021.103415.

40. Schermer B., Fabretti F., Damagnez M., Di Cristanziano V., Heger E., Arjune S., Tanner N.A., Imhof T., Koch M., Ladha A., Joung J., Gootenberg J.S., Abudayyeh O.O., Burst V., Zhang F., Klein F., Benzing T., Müller R.U. Rapid SARS-CoV-2 testing in primary material based on a novel multiplex RT-LAMP assay. PLoS One. 2020; 15(11):e0238612. DOI: 10.1371/journal.pone.0238612.

41. Савватеева Е.Н., Дементьева Е.И., Цыбульская М.В., Осипова Т.В., Рябых Т.П., Турыгин А.Ю., Юрасов Р.А., Заседателев А.С., Рубина А.Ю. Биологический микрочип для одновременного количественного иммунологического анализа маркеров онкологических заболеваний в сыворотке крови человека. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2009; 6:679–83.

42. Jiang D., Tian Y., Zhang Y., Lu X., Xiao D., Zhou C. Onestep fast and label-free imaging array for multiplexed detection of trace avian influenza viruses. Anal. Chim. Acta. 2021; 1171:338645. DOI: 10.1016/j.aca.2021.338645.

43. Srinivasan V., Stedtfeld R.D., Tourlousse D.M., Baushke S.W., Xin Y., Miller S.M., Pham T., Rouillard J.M., Gulari E., Tiedje J.M., Hashsham S.A. Diagnostic microarray for 14 water and foodborne pathogens using a flatbed scanner. J. Microbiol. Methods. 2017; 139:15–21. DOI: 10.1016/j.mimet.2017.04.009.

44. Никифоров К.А., Уткин Д.В., Макашова М.А., Куклева Л.М., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Конструирование системы мультиплексных ПЦР с гибридизационно-флуоресцентным учетом результатов на твердой подложке для индикации и идентификации штаммов возбудителя чумы. Биотехнология. 2020; 36(3):46–56. DOI: 10.21519/0234-2758-2020-36-3-46-56.

45. Famulok M. Allosteric aptamers and aptazymes as probes for screening approaches. Curr. Opin. Mol. Ther. 2005; 7(2):137‒43.

46. Ellington A.D., Szostak J.W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 1990; 346(6287):818‒22. DOI: 10.1038/346818a0.

47. Jeddi I., Saiz L. Computational design of single-stranded DNA hairpin aptamers immobilized on a biosensor substrate. Sci. Rep. 2021; 11(1):10984. DOI: 10.1038/s41598-021-88796-2.

48. Duanghathaipornsuk S., Reaver N.G.F., Cameron B.D., Kim D.S. Adsorption kinetics of glycated hemoglobin on aptamer microarrays with antifouling surface modification. Langmuir. 2021; 37(15):4647–57. DOI: 10.1021/acs.langmuir.1c00446.

49. Jalali T., Salehi-Vaziri M., Pouriayevali M.H., Gargari S.L.M. Aptamer based diagnosis of Crimean-Congo hemorrhagic fever from clinical specimens. Sci. Rep. 2021; 11(1):12639. DOI: 10.1038/s41598-021-91826-8.

50. Qlark L.C. Jr. Monitor and control of blood and tissue oxygen tensions. ASAIO J. 1956; 2(1):41–8.

51. Hong C.A., Park J.C., Na H., Jeon H., Nam Y.S. Short DNA-catalyzed formation of quantum dot-DNA hydrogel for enzymefree femtomolar specific DNA assay. Biosens Bioelectron. 2021; 182:113110. DOI: 10.1016/j.bios.2021.113110.

52. Born F., Braun P., Scholz H.C., Grass G. Specific detection of Yersinia pestis based on receptor binding proteins of phages. Pathogens. 2020; 9(8):611. DOI: 10.3390/pathogens9080611.

53. Liu X., Wang L., Zhao J., Zhu Y., Yang J., Yang F. Enhanced binding efficiency of microcantilever biosensor for the detection of Yersinia. Sensors (Basel). 2019; 19(15):3326. DOI: 10.3390/s19153326.

54. Seeman N.C. Nucleic acid junctions and lattices. J. Theor. Biol. 1982; 99(2):237–47. DOI: 10.1016/0022-5193(82)90002-9.

55. Rothemund P.W. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. Nature. 2006; 440(7082):297–302. DOI: 10.1038/nature04586.

56. Raveendran M., Lee A.J., Sharma R., Wälti C., Actis P. Rational design of DNA nanostructures for single molecule biosensing. Nat. Commun. 2020; 11(1):4384. DOI: 10.1038/s41467-020-18132-1.

57. Ochmann S.E., Vietz C., Trofymchuk K., Acuna G.P., Lalkens B., Tinnefeld P. Optical nanoantenna for single moleculebased detection of Zika virus nucleic acids without molecular multiplication. Anal. Chem. 2017; 89(23):13000–7. DOI: 10.1021/acs.analchem.7b04082.

58. Yang B., Zhang Z., Yang C., Wang Y., Orr M.C., Hongbin W., Zhang A.B. Identification of species by combining molecular and morphological data using convolutional neural networks. Syst. Biol. 2022; 71(3):690–705. DOI: 10.1093/sysbio/syab076.