Получение рекомбинантного нуклеопротеина вируса Пуумала для проведения серологической диагностики геморрагической лихорадки с почечным синдромом

Вирус Пуумала (Orthohantavirus puumalaense) является одним из возбудителей геморрагической лихорадки с почечным синдромом (ГЛПС), широко распространенной на территории Российской Федерации, где ежегодно регистрируется более 6 тыс. случаев инфицирования ГЛПС, а за последние 10 лет (2013–2023 гг.) – более 77 тыс. случаев заболевания. Вирус Пуумала вызывает до 98 % случаев ГЛПС. Разработка быстрых и высокоточных методов диагностики, в том числе серологических тест-систем, имеет важное значение в клинических и лабораторных исследованиях, направленных на контроль вирусных инфекций. Цель работы – получение рекомбинантного вирусного иммунодоминантного белка нуклеопротеина (N) вируса Пуумала и исследование антигенных свойств. Материалы и методы. Экспрессионные конструкции получены стандартными молекулярно-биологическими методами. Очистку рекомбинантного нуклеопротеина вируса Пуумала проводили в двух раундах металл-хелатной аффинной хроматографии. Антигенные свойства очищенного рекомбинантного белка подтверждали вестернблоттингом и иммуноферментным анализом с использованием моноклональных антител и сывороток крови реконвалесцентов. Результаты и обсуждение. В рамках данной работы получены прокариотические продуценты для наработки и хроматографической очистки рекомбинантного нуклеопротеина N вируса Пуумала. С использованием методов вестерн-блоттинга и иммуноферментного анализа подтверждены специфические антигенные свойства рекомбинантного хроматографически очищенного белка N вируса Пуумала. Проведение двух последовательных раундов металл-хелатной аффинной хроматографии позволяет получить высокоочищенный препарат рекомбинантного вирусного белка. Результаты демонстрируют антигенную специфичность полученных рекомбинантных хроматографически очищенных белков вируса Пуумала. Препараты могут быть использованы для разработки тест-систем для серологической диагностики, в том числе для дифференциации вакцинированных лиц от переболевших.

1. Jiang H., Du H., Wang L.M., Wang P.Z., Bai X.F. Hemorrhagic fever with renal syndrome: pathogenesis and clinical picture. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2016; 6:1. DOI: 10.3389/fcimb.2016.00001. Erratum in: Front. Cell. Infect. Microbiol. 2016; 6:178. DOI: 10.3389/fcimb.2016.00178.

2. Савицкая Т.А., Иванова А.В., Зубова А.А., Решетникова И.Д., Исаева Г.Ш., Трифонов В.А., Магеррамов Ш.В., Марцоха К.С., Транквилевский Д.В. Хантавирусные болезни: обзор эпидемиологической ситуации в мире. Анализ эпидемиологической ситуации по геморрагической лихорадке с почечным синдромом в Российской Федерации в 2023 г. и прогноз на 2024 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2024; (1):113–24. DOI: 10.21055/0370-1069-2024-1-113-124.

3. Tkachenko E.A., Ishmukhametov A.A., Dzagurova T.K., Bernshtein A.D., Morozov V.G., Siniugina A.A., Kurashova S.S., Balkina A.S., Tkachenko P.E., Kruger D.H., Klempa B. Hemorrhagic fever with renal syndrome, Russia. Emerg. Infect. Dis. 2019; 25(12):2325–8. DOI: 10.3201/eid2512.181649.

4. Castel G., Chevenet F., Razzauti M., Murri S., Marianneau P., Cosson J.F., Tordo N., Plyusnin A. Phylogeography of Puumala orthohantavirus in Europe. Viruses. 2019; 11(8):679. DOI: 10.3390/v11080679.

5. Hussein I.T., Mir M.A. How hantaviruses modulate cellular pathways for efficient replication? Front. Biosci. (Elite Ed.). 2013; 5(1):154–66. DOI: 10.2741/e604.

6. Reguera J., Malet H., Weber F., Cusack S. Structural basis for encapsidation of genomic RNA by La Crosse Orthobunyavirus nucleoprotein. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2013; 110(18):7246–51. DOI: 10.1073/pnas.1302298110.

7. Li B., Wang Q., Pan X., Fernández de Castro I., Sun Y., Guo Y., Tao X., Risco C., Sui S.F., Lou Z. Bunyamwera virus possesses a distinct nucleocapsid protein to facilitate genome encapsidation. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2013; 110(22):9048–53. DOI: 10.1073/pnas.1222552110.

8. Yoshimatsu K., Arikawa J. Antigenic properties of N protein of hantavirus. Viruses. 2014; 6(8):3097–109. DOI: 10.3390/v6083097.

9. Zöller L.G., Yang S., Gött P., Bautz E.K., Darai G. A novel mu-capture enzyme-linked immunosorbent assay based on recombinant proteins for sensitive and specific diagnosis of hemorrhagic fever with renal syndrome. J. Clin. Microbiol. 1993; 31(5):1194–9. DOI: 10.1128/jcm.31.5.1194-1199.1993.

10. Saavedra F., Díaz F.E., Retamal-Díaz A., Covián C., González P.A., Kalergis A.M. Immune response during hantavirus diseases: implications for immunotherapies and vaccine design. Immunology. 2021; 163(3):262–77. DOI: 10.1111/imm.13322.

11. Reuter M., Krüger D.H. The nucleocapsid protein of hantaviruses: much more than a genome-wrapping protein. Virus Genes. 2018; 54(1):5–16. DOI: 10.1007/s11262-017-1522-3.

12. Иванов А.П., Дзагурова Т.К., Курашова С.С., Теодорович Р.Д., Клеблеева Т.Д., Ткаченко Е.А. Система иммуноферментного анализа для серологической диагностики геморрагической лихорадки с почечным синдромом на основе инактивированного очищенного вируса Пуумала (Hantaviridae: Orthohantavirus). Вопросы вирусологии. 2024; 69(3):285–9. DOI: 10.36233/0507-4088-230.

13. Синюгина А.А., Дзагурова Т.К., Ишмухаметов А.А., Баловнева М.В., Курашова С.С., Коротина Н.А., Егорова М.С., Ткаченко Е.А. Доклинические исследования поливалентной вакцины против геморрагической лихорадки с почечным синдромом. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2019; 18(4):52–8. DOI: 10.31631/2073-3046-2019-18-4-52-58.

14. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970;227(5259):680–5. DOI: 10.1038/227680a0.