Потенциальные иммунодиагностические мишени для выявления Burkholderia pseudomallei

Мелиоидоз является особо опасным инфекционным заболеванием, поражающим людей и животных преимущественно в странах Юго-Восточной Азии и на территории северной Австралии. Прогнозируемые в ближайшие годы распространение естественного ареала возбудителя – Burkholderia pseudomallei – и рост заболеваемости мелиоидозом представляют серьезную угрозу для общественного здравоохранения. Поскольку для выделения и идентификации культуры B. pseudomallei требуется до семи суток, необходим надежный тест для его быстрого прямого обнаружения непосредственно в клинических образцах, что позволит начать лечение надлежащими антибиотиками, предотвращая рецидивы заболевания и снижая уровень смертности. Усложняет разработку инструментов диагностики значительная адаптационная пластичность генома B. pseudomallei, который приобретает новые кодирующие последовательности в результате горизонтального переноса генов от микроорганизмов, занимающих с возбудителем мелиоидоза общую экологическую нишу. Большинство разработанных иммунодиагностических тестов для выявления B. pseudomallei созданы без должной стандартизации и не являются коммерчески доступными. Эти экспериментальные препараты обладают недостаточными чувствительностью и специфичностью и лучше всего работают с выделенной бактериальной культурой, сводя к минимуму преимущества быстрой диагностики. Основной задачей при создании простого, эффективного и экономичного иммунодиагностического экспресс-теста для выявления B. pseudomallei по-прежнему является выбор диагностической мишени. В обзоре представлен анализ литературных данных об имеющихся и перспективных методических инструментах ускоренного обнаружения возбудителя мелиоидоза иммунологическими методами и поиске новых потенциальных антигенных мишеней.

1. Hall C.M., Baker A.L., Sahl J.W., Mayo M., Scholz H.C., Kaestli M., Schupp J., Martz M., Settles E.W., Busch J.D., SidakLoftis L., Thomas A., Kreutzer L., Georgi E., Schweizer H.P., Warner J.M., Keim Р., Currie B.J., Wagner D.M. Expanding the Burkholderia pseudomallei complex with the addition of two novel species: Burkholderia mayonis sp. nov. and Burkholderia savannae sp. nov. Appl. Environ. Microbiol. 2022; 88(1):e01583-21. DOI: 10.1128/AEM.01583-21.

2. Meumann E.M., Limmathurotsakul D., Dunachie S.J., Wiersinga W.J., Currie B.J. Burkholderia pseudomallei and melioidosis. Nat. Rev. Microbiol. 2024; 22(3):155–69. DOI: 10.1038/s41579-023-00972-5.

3. Oslan S.N.H., Yusoff A.H., Mazlan M., Lim S.J., Khoo J.J., Oslan, S.N., Ismail A. Comprehensive approaches for the detection of Burkholderia pseudomallei and diagnosis of melioidosis in human and environmental samples. Microb. Pathog. 2022; 169:105637. DOI: 10.1016/j.micpath.2022.105637.

4. Birnie E., Biemond J.J., Wiersinga W.J. Drivers of melioidosis endemicity: epidemiological transition, zoonosis, and climate change. Curr. Opin. Infect. Dis. 2022; 35(3):196–204. DOI: 10.1097/QCO.0000000000000827.

5. Currie B.J. Melioidosis and Burkholderia pseudomallei: progress in epidemiology, diagnosis, treatment and vaccination. Curr. Opin. Infect. Dis. 2022; 35(6):517–23. DOI: 10.1097/QCO.0000000000000869.

6. Norman F.F., Chen L.H. Travel-associated melioidosis: a narrative review. J. Travel. Med. 2023; 30(3):taad039. DOI: 10.1093/jtm/taad039.

7. Gassiep I., Armstrong M., Norton R. Human melioidosis. Clin. Microbiol. Rev. 2020; 33(2):e00006-19. DOI: 10.1128/CMR.00006-19.

8. Chantratita N., Phunpang R., Yarasai A., Dulsuk A., Yimthin T., Onofrey L.A., Coston T.D., Thiansukhon E., Chaisuksant S., Tanwisaid K., Chuananont S., Morakot C., Sangsa N., Chayangsu S., Silakun W., Buasi N., Chetchotisakd P., Day N.P., Lertmemongkolchai G., West T.E. Characteristics and one year outcomes of melioidosis patients in Northeastern Thailand: A prospective, multicenter cohort study. Lancet Reg. Health. Southeast Asia. 2023; 9:100118. DOI: 10.1016/j.lansea.2022.100118.

9. Sullivan R.P., Marshall C.S., Anstey N.M., Ward L., Currie B.J. 2020 Review and revision of the 2015 Darwin melioidosis treatment guideline; paradigm drift not shift. PLoS Negl. Trop. Dis. 2020; 14(9):e0008659. DOI: 10.1371/journal.pntd.0008659.

10. Wajanarogana S., Taylor W.R., Kritsiriwuthinan K. Enhanced serodiagnosis of melioidosis by indirect ELISA using the chimeric protein rGroEL-FLAG300 as an antigen. BMC Infect. Dis. 2022; 22(1):387. DOI: 10.1186/s12879-022-07369-4.

11. Selvam K., Khalid M.F., Mustaffa K.M.F., Harun A., Aziah I. BipD of Burkholderia pseudomallei: structure, functions, and detection methods. Microorganisms. 2021; 9(4):711. DOI: 10.3390/microorganisms9040711.

12. Chaichana P., Jenjaroen K., Amornchai P., Chumseng S., Langla S., Rongkard P., Sumonwiriya M., Jeeyapant A., Chantratita N., Teparrukkul P., Limmathurotsakul D., Day N.P.J., Wuthiekanun V., Dunachie S.J. Antibodies in melioidosis: the role of the indirect hemagglutination assay in evaluating patients and exposed populations. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2018; 99(6):1378–85. DOI: 10.4269/ajtmh.17-0998.

13. Lau S.K., Sridhar S., Ho C.C., Chow W.N., Lee K.C., Lam C.W., Yuen K.Y., Woo P.C. Laboratory diagnosis of melioidosis: past, present and future. Exp. Biol. Med. (Maywood). 2015; 240(6):742–51. DOI: 10.1177/1535370215583801.

14. Прохватилова Е.В., Антонов В.А., Викторов Д.В., Храпова Н.П., Ткаченко Г.А., Илюхин В.И., Захарова И.Б., Гришина М.А., Плеханова Н.Г., Новицкая И.В., Кулаков М.Я., Булатова Т.В., Корсакова И.И., Савченко С.С., Бондарева О.С., Тетерятникова Н.Н., Сенина Т.В., Лопастейская Я.А., Батурин А.А., Куликова А.С. Сравнительная оценка информативности иммунологических и молекулярно-генетических методов и средств на этапах специфической индикации возбудителя мелиоидоза. Клиническая лабораторная диагностика. 2014; 59(12):55–9.

15. Bzdyl N.M., Moran C.L., Bendo J., Sarkar-Tyson M. Pathogenicity and virulence of Burkholderia pseudomallei. Virulence. 2022; 13(1):1945–65. DOI: 10.1080/21505594.2022.2139063.

16. Holden M.T., Titball R.W., Peacock S.J., Cerdeño-Tárraga A.M., Atkins T., Crossman L.C., Pitt T., Churcher C., Mungall K., Problemy Osobo Opasnykh Infektsii [Problems of Particularly Dangerous Infections]. 2026; 1 Reviews Bentley S.D., Sebaihia M., Thomson N.R., Bason N., Beacham I.R., Brooks K., Brown K.A., Brown N.F., Challis G.L., Cherevach I., Chillingworth T., Cronin A., Crossett B., Davis P., DeShazer D., Feltwell T., Fraser A., Hance Z., Hauser H., Holroyd S., Jagels K., Keith K.E., Maddison M., Moule S., Price C., Quail M.A., Rabbinowitsch E., Rutherford K., Sanders M., Simmonds M., Songsivilai S., Stevens K., Tumapa S., Vesaratchavest M., Whitehead S., Yeats C., Barrell B.G., Oyston P.C.F., Parkhill J. Genomic plasticity of the causative agent of melioidosis, Burkholderia pseudomallei. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2004; 101(39):14240–5. DOI: 10.1073/pnas.0403302101.

17. Webb J.R., Rachlin A., Rigas V., Sarovich D.S., Price E.P., Kaestli M., Mayo M., Currie B.J. Tracing the environmental footprint of the Burkholderia pseudomallei lipopolysaccharide genotypes in the tropical “Top End” of the Northern Territory, Australia. PLoS Negl. Trop. Dis. 2019; 13(7):e0007369. DOI: 10.1371/journal.pntd.0007369.

18. Shaw T., Tellapragada C., Kamath A., Kalwaje Eshwara V., Mukhopadhyay C. Implications of environmental and pathogenspecific determinants on clinical presentations and disease outcome in melioidosis patients. PLoS Negl. Trop. Dis. 2019; 13(5):e0007312. DOI: 10.1371/journal.pntd.0007312.

19. Chomkatekaew C., Boonklang P., Sangphukieo A., Chewapreecha C. An evolutionary arms race between Burkholderia pseudomallei and host immune system: what do we know? Front. Microbiol. 2021; 11:612568. DOI: 10.3389/fmicb.2020.612568.

20. Dulsuk A., Paksanont S., Sangchankoom A., Ekchariyawat P., Phunpang R., Jutrakul Y., Chantratita N., West T.E. Validation of a monoclonal antibody-based immunofluorescent assay to detect Burkholderia pseudomallei in blood cultures. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2016; 110(11):670–2. DOI: 10.1093/trstmh/trw079.

21. Woods K.L., Boutthasavong L., NicFhogartaigh C., Lee S.J., Davong V., AuCoin D.P., Dance D.A.B. Evaluation of a rapid diagnostic test for detection of Burkholderia pseudomallei in the Lao People’s Democratic Republic. J. Clin. Microbiol. 2018; 56(7):e02002-17. DOI: 10.1128/JCM.02002-17.

22. Dharakul T., Songsivilai S., Smithikarn S., Thepthai C., Leelaporn A. Rapid identification of Burkholderia pseudomallei in blood cultures by latex agglutination using lipopolysaccharide-specific monoclonal antibody. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1999; 61(4):658–62. DOI: 10.4269/ajtmh.1999.61.658.

23. Anuntagool N., Naigowit P., Petkanchanapong V., Aramsri P., Panichakul T., Sirisinha S. Monoclonal antibody-based rapid identification of Burkholderia pseudomallei in blood culture fluid from patients with community-acquired septicaemia. J. Med. Microbiol. 2000; 49(12):1075–8. DOI: 10.1099/0022-1317-49-12-1075.

24. Hodgson K., Engler C., Govan B., Ketheesan N., Norton R. Comparison of routine bench and molecular diagnostic methods in identification of Burkholderia pseudomallei. J. Clin. Microbiol. 2009; 47(5):1578–80. DOI: 10.1128/JCM.02507-08.

25. Duval B.D., Elrod M.G., Gee J.E., Chantratita N., Tandhavanant S., Limmathurotsakul D., Hoffmaster A.R. Evaluation of a latex agglutination assay for the identification of Burkholderia pseudomallei and Burkholderia mallei. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2014; 90(6):1043–6. DOI: 10.4269/ajtmh.14-0025.

26. Muangsombut V., Withatanung P., Chantratita N., Chareonsudjai S., Lim J., Galyov E.E., Ottiwet O., Sengyee S., Janesomboon S., Loessner M.J., Dunne M., Korbsrisate S. Rapid clinical screening of Burkholderia pseudomallei colonies by a bacteriophage tail fiber-based latex agglutination assay. Appl. Environ. Microbiol. 2021; 87(12):e0301920. DOI: 10.1128/AEM.03019-20.

27. Peeters M., Chung P., Lin H., Mortelmans K., Phe C., San C., Kuijpers L.M.F., Teav S., Phe T., Jacobs J. Diagnostic accuracy of the InBiOS AMD rapid diagnostic test for the detection of Burkholderia pseudomallei antigen in grown blood culture broth. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2018; 37(6):1169–77. DOI: 10.1007/s10096-018-3237-3.

28. Rizzi M.C., Rattanavong S., Bouthasavong L., Seubsanith A., Vongsouvath M., Davong V., De Silvestri A., Manciulli T., Newton P.N., Dance D.A. Evaluation of the Active Melioidosis Detect™ test as a point-of-care tool for the early diagnosis of melioidosis: a comparison with culture in Laos. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2019; 113(12):757–63. DOI: 10.1093/trstmh/trz092.

29. Currie B.J., Woerle C., Mayo M., Meumann E.M., Baird R.W. What is the role of lateral flow immunoassay for the diagnosis of melioidosis? Open Forum Infect. Dis. 2022; 9(5):ofac149. DOI: 10.1093/ofid/ofac149.

30. Houghton R.L., Reed D.E., Hubbard M.A., Dillon M.J., Chen H., Currie B.J., Mayo M., Sarovich D.S., Theobald V., Limmathurotsakul D., Wongsuvan G., Chantratita N., Peacock S.J., Hoffmaster A.R., Duval B., Brett P.J., Burtnick M.N., Aucoin D.P. Development of a prototype lateral flow immunoassay (LFI) for the rapid diagnosis of melioidosis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2014; 8(3):e2727. DOI: 10.1371/journal.pntd.0002727.

31. Venkateswaran K.S., Parameswaran N., Sarwar J., Plummer A., Santos A., Pillai C.A., Bowen S., Granville M., Selvan S., Babu P., Thirunavukkarasu N., Venkateswaran N., Sharma S., Morse S.A., Anderson K., Hodge D.R., Pillai S.P. Rapid presumptive identification of Burkholderia mallei and Burkholderia pseudomallei clinical isolates using a highly specific lateral flow assay. Health Secur. 2022; 20(2):164–71. DOI: 10.1089/hs.2021.0172.

32. Rongkard P., Hantrakun V., Dittrich S., Srilohasin P., Amornchai P., Langla S., Lim C., Day N.P.J., AuCoin D., Wuthiekanun V., Limmathurotsakul D. Utility of a lateral flow immunoassay (LFI) to detect Burkholderia pseudomallei in soil samples. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016; 10(12):e0005204. DOI: 10.1371/journal.pntd.0005204.

33. Nualnoi T., Wongwitwichot P., Kaewmanee S., Chanchay P., Wongpanti N., Ueangsuwan T., Siangsanor R., Chotirouangnapa W., Saechin T., Thungtin S., Szekely J., Wattanachant C., Saechan V. Development of an antigen capture lateral flow immunoassay for the detection of Burkholderia pseudomallei. Diagnostics. 2024; 14(10):1033. DOI: 10.3390/diagnostics14101033.

34. Pumpuang A., Dunachie S.J., Phokrai P., Jenjaroen K., Sintiprungrat K., Boonsilp S., Brett P.J., Burtnick M.N., Chantratita N. Comparison of O-polysaccharide and hemolysin co-regulated protein as target antigens for serodiagnosis of melioidosis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2017; 11(3):e0005499. DOI: 10.1371/journal.pntd.0005499.

35. Amornchai P., Hantrakun V., Wongsuvan G., Wuthiekanun V., Wongratanacheewin S., Teparrakkul P., West T.E., AuCoin D., Day N.P.J., Brett P.J., Burtnick M.N., Chantratita N., Limmathurotsakul D. Evaluation of antigen-detecting and antibody-detecting diagnostic test combinations for diagnosing melioidosis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021; 15(11):e0009840. DOI: 10.1371/journal.pntd.0009840.

36. Kritsiriwuthinan K., Wajanarogana S., Choosang K., Homsian J., Rerkthanom S. Production and evaluation of recombinant Burkholderia pseudomallei GroEL and OmpA proteins for serodiagnosis of melioidosis. Acta Trop. 2018; 178:333–9. DOI: 10.1016/j.actatropica.2017.10.019.

37. Lee S.H., Lu Y.P., Shih W.L., Chang C.D., Tu Y.C., Lai I.H. Development of an immunoassay using recombinant outer membrane protein A and flagellin for diagnosis of goats with melioidosis. J. Vet. Med. Sci. 2020; 82(3):325–32. DOI: 10.1292/jvms.19-0072.

38. Кузютина Ю.А., Захарова И.Б., Савченко С.С., Лопастейская Я.А., Молчанова Е.В., Викторов Д.В. Поиск потенциальных мишеней для детекции и дифференциации штаммов возбудителей мелиоидоза и сапа. Вестник Волгоградского государственного медицинского университета. 2016; (4):114–7.

39. Кузютина Ю.А., Захарова И.Б., Викторов Д.В. Конструирование рекомбинантных штаммов E. coli-продуцентов специфических антигенов Burkholderia pseudomallei. Инфекция и иммунитет. 2019; 9(1):203–8. DOI: 10.15789/2220-7619-2019-1-203-208.

40. Koosakulnirand S., Phokrai P., Jenjaroen K., Roberts R.A., Utaisincharoen P., Dunachie S.J., Brett P.J., Burtnick M.N., Chantratita N. Immune response to recombinant Burkholderia pseudomallei FliC. PLoS One. 2018; 13(6):e0198906. DOI: 10.1371/journal.pone.0198906.

41. Capelli R., Peri C., Villa R., Nithichanon A., Conchillo-Solé O., Yero D., Gagni P., Chiari M., Lertmemongkolchai G., Cretich M., Daura X., Bolognesi M., Colombo G., Gourlay L.J. BPSL1626: reverse and structural vaccinology reveal a novel candidate for vaccine design against Burkholderia pseudomallei. Antibodies (Basel). 2018; 7(3):26. DOI: 10.3390/antib7030026.