Оценка значимости коллагена и фибронектина позвоночных в адгезии Yersinia pseudotuberculosis и Yersinia pestis с использованием оптической ловушки

В настоящее время большое внимание уделяется изучению механизмов адгезии патогенов к клеткам и тканям человека. Наряду со стандартными микробиологическими техниками с этой целью широко применяются современные биофизические методы, среди которых особое место занимает оптическая ловушка, позволяющая захватывать и перемещать отдельные бактериальные клетки с измерением силы связи между ними и целевыми молекулами. Цель работы состояла в оценке значимости коллагена и фибронектина в адгезии клеток Yersinia pseudotuberculosis O1b и вакцинного штамма Yersinia pestis EV НИИЭГ, выращенных при разной температуре, с использованием оптической ловушки. Материалы и методы. Бактерии, выращенные при двух температурах (+10 и +37 °С для клеток Y. pseudotuberculosis и +27 и +37 °С для клеток Y. pestis), захватывали лазерным лучом и пошагово подводили к стеклянным подложкам, обработанным целевыми белками. Спустя одну секунду после контакта клетку отводили в полуавтоматическом режиме с постоянной скоростью до наблюдения резкого скачка на хронограмме сигнала, величину которого пересчитывали в единицы силы. Различия между массивами данных определялись по средним и медианным силам, а также по результатам построения гистограмм распределения сил взаимодействия. Результаты и обсуждение. Показана значимость коллагена в адгезии бактерий Y. pseudotuberculosis, выращенных при +37 °С, но не при +10 °С. При работе с фибронектином не выявлено выраженных отличий между бактериями двух видов иерсиний при всех использованных температурных режимах их выращивания. Во всех случаях взаимодействие клеток иерсиний с коллагеном и фибронектином оказалось более прочным по сравнению с контролем (бычьим сывороточным альбумином): соответствующие значения силы связи составили 7,2, 8,1 и 2,0 пН для клеток 1b-10; 12,4, 7,6 и 4,7 пН для клеток 1b-37; 6,1, 6,6 и 4,4 пН для клеток EV-27; 7,4, 7,3 и 4,3 пН для клеток EV-37. Взаимодействие клеток иерсиний с обоими белками, вероятно, обусловлено физико-химическими свойствами поверхностных структур бактерий и компонентов соединительной ткани, а также условиями проведения экспериментов. Выявление механизмов таких взаимодействий требует постановки дополнительных опытов с использованием индивидуальных антигенов иерсиний, нанесенных на полистирольные микросферы. Использованные методические подходы могут быть востребованы при работе с другими патогенами.

1. Zhao A., Sun J., Liu Y. Understanding bacterial biofilms: From definition to treatment strategies. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2023; 13:1137947. DOI: 10.3389/fcimb.2023.1137947.

2. Osei-Owusu P., Charlton T.M., Kim H.K., Missiakas D., Schneewind O. FPR1 is the plague receptor on host immune cells. Nature. 2019; 574:57–62. DOI: 10.1038/s41586-019-1570-z.

3. LaFoya B., Munroe J.A., Miyamoto A., Detweiler M.A., Crow J.J., Gazdik T., Albig A.R. Beyond the matrix: the many non-ECM ligands for integrins. Int. J. Mol. Sci. 2018; 19(2):449. DOI: 10.3390/ijms19020449.

4. Santos A.L., Preta G. Lipids in the cell: organization regulates function. Cell. Mol. Life Sci. 2018; 75(11):1909–27. DOI: 10.1007/s00018-018-2765-4.

5. Dzobo K., Dandara C. The extracellular matrix: its composition, function, remodeling, and role in tumorigenesis. Biomimetics (Basel). 2023; 8(2):146. DOI: 10.3390/biomimetics8020146.

6. Sekiguchi R., Yamada K.M. Basement membranes in development and disease. Curr. Top. Dev. Biol. 2018; 130:143–91. DOI: 10.1016/bs.ctdb.2018.02.005.

7. Tvaroška I. Glycosylation modulates the structure and functions of collagen: a review. Molecules. 2024; 29(7):1417. DOI: 10.3390/molecules29071417.

8. Singh B., Fleury C., Jalalvand F., Riesbeck K. Human pathogens utilize host extracellular matrix proteins laminin and collagen for adhesion and invasion of the host. FEMS Microbiol. Rev. 2012; 36(6):1122–80. DOI: 10.1111/j.1574-6976.2012.00340.x.

9. Bachman H., Nicosia J., Dysart M., Barker T.H. Utilizing fibronectin integrin-binding specificity to control cellular responses. Adv. Wound Care (New Rochelle). 2015; 4(8):501–11. DOI: 10.1089/wound.2014.0621.

10. Vaca D.J., Thibau A., Schütz M., Kraiczy P., Happonen L., Malmström J., Kempf V.A.J. Interaction with the host: the role of fibronectin and extracellular matrix proteins in the adhesion of Gramnegative bacteria. Med. Microbiol. Immunol. 2020; 209(3):277–99. DOI: 10.1007/s00430-019-00644-3.

11. Chen H.D., Ge K.K., Li Y.M., Wu J.G., Gu Y.Q., Wei H.M., Tian Z.G. Application of optical tweezers in the research of molecular interaction between lymphocyte function associated antigen-1 and its monoclonal antibody. Cell. Mol. Immunol. 2007; 4(3):221–5.

12. Bustamante C.J., Chemla Y.R., Liu S., Wang M.D. Optical tweezers in single-molecule biophysics. Nat. Rev. Methods Primers. 2021; 1:25. DOI: 10.1038/s43586-021-00021-6.

13. Al Azzam O., Watts J.C., Reynolds J.E., Davis J.E., Reinemann D.N. Probing myosin ensemble mechanics in actin filament bundles using optical tweezers. J. Vis. Exp. 2022; (183):e63672. DOI: 10.3791/63672.

14. Gudimchuk N.B., Alexandrova V.V. Measuring and modeling forces generated by microtubules. Biophys. Rev. 2023; 15(5):1095–110. DOI: 10.1007/s12551-023-01161-7.

15. Agrawal R., Smart T., Nobre-Cardoso J., Richards C., Bhatnagar R., Tufail A., Shima D., Jones P.H., Pavesio C. Assessment of red blood cell deformability in type 2 diabetes mellitus and diabetic retinopathy by dual optical tweezers stretching technique. Sci. Rep. 2023; 6:15873. DOI: 10.1038/srep15873.

16. Altindal T., Chattopadhyay S., Wu X.L. Bacterial chemotaxis in an optical trap. PLoS One. 2011; 6(4):18231. DOI: 10.1371/journal.pone.0018231.

17. Konyshev I., Byvalov A. Model systems for optical trapping: the physical basis and biological applications. Biophys. Rev. 2021; 13(4):515–29. DOI: 10.1007/s12551-021-00823-8.

18. Munford R.S., Hall C.L., Rick P.D. Size heterogeneity of Salmonella typhimurium lipopolysaccharides in outer membranes and culture supernatant membrane fragments. J. Bacteriol. 1980; 144(2):630–40. DOI: 10.1128/jb.144.2.630-640.1980.

19. Bramkamp M., Lopez D. Exploring the existence of lipid rafts in bacteria. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2015; 79(1):81–100. DOI: 10.1128/MMBR.00036-14.

20. Dabirmanesh B., Khajeh K., Uversky V.N. Protein aggregation: an overview. Prog. Mol. Biol. Transl. Sci. 2024; 206:1–10. DOI: 10.1016/bs.pmbts.2024.03.007.

21. Zhang P., Snyder S., Feng P., Azadi P., Zhang S., Bulgheresi S., Sanderson K.E., He J., Klena J., Chen T. Role of N-acetylglucosamine within core lipopolysaccharide of several species of gram-negative bacteria in targeting the DC-SIGN (CD209). J. Immunol. 2006; 177(6):4002–11. DOI: 10.4049/jimmunol.177.6.4002.

22. Yang K., Park C.G., Cheong C., Bulgheresi S., Zhang S., Zhang P., He Y., Jiang L., Huang H., Ding H., Wu Y., Wang S., Zhang L., Li A., Xia L., Bartra S.S., Plano G.V., Skurnik M., Klena J.D., Chen T. Host Langerin (CD207) is a receptor for Yersinia pestis phagocytosis and promotes dissemination. Immunol. Cell. Biol. 2015; 93(9):815–24. DOI: 10.1038/icb.2015.46.

23. Zhang P., Skurnik M., Zhang S.S., Schwartz O., Kalyanasundaram R., Bulgheresi S., He J.J., Klena J.D., Hinnebusch B.J., Chen T. Human dendritic cell-specific intercellular adhesion molecule-grabbing nonintegrin (CD209) is a receptor for Yersinia pestis that promotes phagocytosis by dendritic cells. Infect. Immun. 2008; 76(5):2070–9. DOI: 10.1128/IAI.01246-07.

24. Nair M.K., De Masi L., Yue M., Galván E.M., Chen H., Wang F., Schifferli D.M. Adhesive properties of YapV and paralogous autotransporter proteins of Yersinia pestis. Infect. Immun. 2015; 83(5):1809–19. DOI: 10.1128/IAI.00094-15.

25. Yamashita S., Lukacik P., Barnard T.J., Noinaj N., Felek S., Tsang T.M., Krukonis E.S., Hinnebusch B.J., Buchanan S.K. Structural insights into Ail-mediated adhesion in Yersinia pestis. Structure. 2011; 19(11):1672–82. DOI: 10.1016/j.str.2011.08.010.