Генотипическая характеристика клональных комплексов CTX–VPI⁺ Vibrio cholerae О1, обнаруживаемых в водоемах Ростовской области

Цель работы – выявление генотипических особенностей клональных комплексов, образуемых CTX–VPI⁺ штаммами холерных вибрионов, выделенными в разные годы из водоемов Ростовской области, на основе биоинформационного анализа их полногеномных сиквенсов (WGSs).

Материалы и методы. Полногеномное секвенирование выполняли на платформе MiSeq (Illumina), идентификацию в WGSs генетических детерминант и биоинформационный анализ – с использованием программ BioEdit, BLASTN, BLASTP, CARD, Vector NTI.

Результаты и обсуждение. В каждой группе изолятов 2002, 2005, 2007, 2020, 2021, 2022 гг. штаммы были практически идентичными и обнаруживались в разных точках отбора проб воды в течение более или менее длительных периодов (от 3 недель до 2 месяцев). Биоинформационный анализ WGSs представителей этих групп показал их разделение на 4 кластера, которые можно рассматривать как отдельные клональные комплексы, отличающиеся рядом характерных генетических маркеров: 1) изоляты 2002 г., содержащие один SNP в регуляторном гене rpoS; 2) штаммы 2007 г., несущие тандемно дуплицированный профаг preCTX; 3) штаммы, выделенные в 2020 г. в Ростове-на-Дону и в 2005 г. во время эпидосложнений в Каменском районе Ростовской области, которые имели «гибридный» остров патогенности, включающий кластер системы секреции 3-го типа и nan-nag-область острова VPI-2, а в гене rpoS присутствовало 9 SNP; 4) штаммы 2021 и 2022 гг. и единичный изолят 2018 г., содержащие делецию 9 п.н. в гене коллагеназы vchC. Несмотря на выявленные различия, представители всех клональных комплексов обладали достаточными наборами интактных детерминант факторов патогенности/персистенции для реализации вирулентных свойств и для обеспечения способности к выживанию в водоемах. Обнаружение в поверхностных водоемах клональных комплексов потенциально патогенных штаммов свидетельствует о периодическом создании благоприятных условий для их продолжительной циркуляции, что подчеркивает значимость постоянного мониторинга за холерными вибрионами на территории России.

1. Sakib S.N., Reddi G., Almagro-Moreno S. Environmental role of pathogenic traits in Vibrio cholerae. J. Bacteriol. 2018; 200(15):e00795-17. DOI: 10.1128/JB.00795-17.

2. Онищенко Г.Г., Ломов Ю.М., Москвитина Э.А., Подосинникова Л.С., Водяницкая С.Ю., Прометной В.И., Монахова Е.В., Водопьянов C.O., Телесманич Н.Р., Дудина Н.А. Холера, обусловленная Vibrio cholerae O1 ctxAB–tcpA+. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2007; 1:23–9.

3. Титова С.В., Монахова Е.В., Алексеева Л.П., Писанов Р.В. Молекулярно-генетические основы биопленкообразования как составляющей персистенции Vibrio cholerae в водоемах Российской Федерации. Экологическая генетика. 2018; 16(4):23–32. DOI: 10.17816/ecogen16423-32.

4. Крицкий А.А., Смирнова Н.И., Каляева Т.Б., Оброткина Н.Ф., Грачева И.В., Катышев А.Д., Кутырев В.В. Сравнительный анализ молекулярно-генетических свойств нетоксигенных штаммов Vibrio cholerae O1 биовара Эль Тор, изолированных в России и на эндемичных по холере территориях. Проблемы особо опасных инфекций. 2021; 3:72–82. DOI: 10.21055/0370-1069-2021-3-72-82.

5. Носков А.К., Кругликов В.Д., Москвитина Э.А., Монахова Е.В., Миронова Л.В., Крицкий А.А., Лопатин А.А., Чемисова О.С., Соболева Е.Г., Иванова С.М., Водопьянов А.С., Стенина С.И., Писанов Р.В., Левченко Д.А., Подойницына О.А., Непомнящая Н.Б., Ежова М.И. Холера: тенденции развития эпидемического процесса в 2021 г., прогноз на 2022 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2022; 1:24–34. DOI: 10.21055/0370-069-2022-1-24-34.

6. Водопьянов А.С., Писанов Р.В., Водопьянов С.О., Мишанькин Б.Н., Олейников И.П., Кругликов В.Д., Титова С.В. Молекулярная эпидемиология Vibrio cholerae – разработка алгоритма анализа данных полногеномного секвенирования. Эпидемиология и инфекционные болезни. 2016; 21(3):146–52. DOI: 10.18821/1560-9529-2016-21-3-146-152.

7. Fan F., Kan B. Survival and proliferation of the lysogenic bacteriophage CTXφ in Vibrio cholerae. Virol. Sin. 2015; 30(1):19–25. DOI: 10.1007/s12250-014-3550-7.

8. Tam V.C., Serruto D., Dziejman M., Brieher W., Mekalanos J.J. A type III secretion system in Vibrio cholerae translocates a formin/spire hybrid-like actin nucleator to promote intestinal colonization. Cell Host Microbe. 2007; 1(2):95–107. DOI: 10.1016/j.chom.2007.03.005.

9. Tam V.C., Suzuki M., Coughlin M., Saslowsky D., Biswas K., Lencer W.I., Faruque S.M., Mekalanos J.J. Functional analysis of VopF activity required for colonization in Vibrio cholerae. mBio. 2010; 1(5):e00289-10. DOI: 10.1128/mBio.00289-10.

10. Alam A., Miller K.A., Chaand M., Butler J.S., Dziejman M. Identification of Vibrio cholerae type III secretion system effector proteins. Infect. Immun. 2011; 79(4):1728–40. DOI: 10.1128/IAI.01194-10.

11. Shin O.S., Tam V.C., Suzuki M., Ritchie J.M., Bronson R.T., Waldor M.K., Mekalanos J.J. Type III secretion is essential for the rapidly fatal diarrheal disease caused by non-O1, non-O139 Vibrio cholerae. mBio. 2011; 2:e00106-11. DOI: 10.1128/mBio.00106-11.

12. Dzeijman M., Serruto D., Tam V.C., Sturtevant D., Diraphat P., Faruque S.M., Rahman M.H., Heidelberg J.F., Decker J., Li L., Montgomery K.T., Grills G., Kucherlapati R., Mekalanos J.J. Genomic characterization of non-O1, non-O139 Vibrio cholerae reveals genes for a type III secretion system. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2005; 102(9):3465–70. DOI: 10.1073/pnas.0409918102.

13. Zhou Y., Gu S., Li J., Ji P., Zhang Y., Wu C., Jiang Q., Gao X., Zhang X. Complete genome analysis of highly pathogenic non-O1/O139 Vibrio cholerae isolated from Macrobrachium rosenbergii reveals pathogenicity and antibiotic resistance-related genes. Front. Vet. Sci. 2022; 9:882885. DOI: 10.3389/fvets.2022.882885.

14. Jermyn W.S., Boyd E.F. Characterization of a novel Vibrio pathogenicity island (VPI-2) encoding neuraminidase (nanH) among toxigenic Vibrio cholerae isolates. Microbiology. 2002; 148(Pt. 11):3681–93. DOI: 10.1099/00221287-148-11-3681.

15. Almagro-Moreno S., Boyd E.F. Sialic acid catabolism confers a competitive advantage to pathogenic Vibrio cholerae in the mouse intestine. Infect. Immun. 2009; 77(9):3807–16. DOI: 10.1128/IAI.00279-09.

16. Arteaga M., Velasco J., Rodriguez S., Vidal M., Arellano C., Silva F., Carreño L.J., Vidal R., Montero D.A. Genomic characterization of the non-O1/non-O139 Vibrio cholerae strain that caused a gastroenteritis outbreak in Santiago, Chile, 2018. Microb. Genom. 2020; 6(3):e000340. DOI: 10.1099/mgen.0.000340.

17. Carpenter M.R., Kalburge S.S., Borowski J.D., Peters M.C., Colwell R.R., Boyd E.F. CRISPR-Cas and contact-dependent secretion systems present on excisable pathogenicity islands with conserved recombination modules. J. Bacteriol. 2017; 199(10):e00842-16. DOI: 10.1128/JB.00842-16.

18. Silva A.J., Benitez J.A. Vibrio cholerae biofilms and cholera pathogenesis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016; 10(2):e0004330. DOI: 10.1371/journal.pntd.0004330.

19. Lutz C., Erken M., Noorian P., Sun S., McDougald D. Environmental reservoirs and mechanisms of persistence of Vibrio cholerae. Front. Microbiol. 2013; 4:375. DOI: 10.3389/fmicb.2013.00375.

20. Reguera G., Kolter R. Virulence and the environment: a novel role for Vibrio cholerae toxin-coregulated pili in biofilm formation on chitin. J. Bacteriol. 2005; 187(10):3551–5. DOI: 10.1128/JB.187.10.3551-3555.2005.

21. Crisan C.V., Chande A.T., Williams K., Raghuram V., Rishishwar L., Steinbach G., Watve S.S., Yunker P., Jordan I.K., Hammer B.K. Analysis of Vibrio cholerae genomes identifies new type VI secretion system gene clusters. Gen. Biol. 2019; 20(1):163. DOI: 10.1186/s13059-019-1765-5.

22. Заднова С.П., Плеханов Н.А., Кульшань Т.А., Швиденко И.Г., Крицкий А.А. Система секреции шестого типа Vibrio cholerae. Проблемы особо опасных инфекций. 2022; 2:27–35. DOI: 10.21055/0370-1069-2022-2-27-35.

23. Mondal A., Tapader R., Chatterjee N.S., Ghosh A., Sinha R., Koley H., Saha D.R., Chakrabarti M.K., Wai S.N., Pal A. Cytotoxic and inflammatory responses induced by outer membrane vesicleassociated biologically active proteases from Vibrio cholerae. Infect. Immun. 2016; 84(5):1478–90. DOI: 10.1128/IAI.01365-15.

24. Vaitkevicius K., Rompikuntal P.K., Lindmark B., Vaitkevicius R., Song T., Wai S.N. The metalloprotease PrtV from Vibrio cholerae. FEBS J. 2008; 275(12):3167–77. DOI: 10.1111/j.1742-4658.2008.06470.x.

25. Селянская Н.А., Егиазарян Л.А., Ежова М.И., Пасюкова Н.И., Водопьянов С.О. Анализ устойчивости к антибактериальным препаратам холерных вибрионов, выделенных из объектов окружающей среды в России в 2019 г. Антибиотики и химиотерапия. 2021; 66(3-4):4–11. DOI: 10.24411/0235-2990-2021-66-3-4-4-11.

26. Parvin I., Shahunja K.M., Khan S.H., Alam T., Shahrin L., Ackhter M.M., Sarmin M., Dash S., Rahman M.W., Shahid A.S.M.S.B., Golam Faruque A.S., Ahmed T., Chisti M.J. Changing susceptibility pattern of Vibrio cholerae O1 isolates to commonly used antibiotics in the largest diarrheal disease hospital in Bangladesh during 2000–2018. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2020; 103(2):652–8. DOI: 10.4269/ajtmh.20-0058.

27. Zhou H., Zhao X., Wu R., Cui Z., Diao B., Li J., Wang D., Kan B., Liang W. Population structural analysis of O1 El Tor Vibrio cholerae isolated in China among the seventh cholera pandemic on the basis of multilocus sequence typing and virulence gene profiles. Infect. Genet. Evol. 2014; 22:72–80. DOI: 10.1016/j.meegid.2013.12.016.

28. Kirchberger P.C., Orata F.D., Barlow E.J., Kauffman K.M., Case R.J., Polz M.F., Boucher Y. A small number of phylogenetically distinct clonal complexes dominate a coastal Vibrio cholerae population. Appl. Environ. Microbiol. 2016; 82(18):5576–86. DOI: 10.1128/AEM.01177-16.

29. Esteves K., Mosser T., Aujoulat F., Hervio-Heath D., Monfort P., Jumas-Bilak E. Highly diverse recombining populations of Vibrio cholerae and Vibrio parahaemolyticus in French Mediterranean coastal lagoons. Front. Microbiol. 2015; 6:708. DOI: 10.3389/fmicb.2015.00708.

30. Pichel M., Rivas M., Chinen I., Martín F., Ibarra C., Binsztein N. Genetic diversity of Vibrio cholerae O1 in Argentina and emergence of a new variant. J. Clin. Microbiol. 2003. 41(1):124–34. DOI: 10.1128/JCM.41.1.124-134.2003.