Генетическая характеристика штаммов Brucella melitensis, выделенных на территории Российской Федерации, на основе данных анализа единичных нуклеотидных полиморфизмов при полногеномном секвенировании

Цель работы – проведение сравнительного филогенетического анализа на основе gSNP полных геномов штаммов Brucella melitensis, циркулирующих на территории Российской Федерации.

Материалы и методы. Выполнено wgSNP-типирование 412 штаммов B. melitensis основных генетических линий бруцелл из разных регионов мира, включая 64 штамма, выделенных в регионах европейской и азиатской части Российской Федерации. Секвенирование ДНК проводили на платформе Ion GeneStudio S5 Plus (Life Technologies, США) при использовании набора для быстрой подготовки библиотек ДНК Ion Plus Fragment Library Kit (Life Technologies, США), по протоколу Ion 520™ & Ion 530™ Kit – Chef (Revision D.0).

Результаты и обсуждение. Установлено, что штаммы, циркулирующие в России, принадлежат главным образом к генотипу II, который имеет широкое географическое распространение на территории Евразии. При этом в регионах Сибири преобладает подгенотип IIh, а на европейской территории страны – IIi. Впервые определены наборы специфичных SNP, позволяющие осуществлять внутривидовую дифференциацию штаммов B. melitensis. Полученные результаты позволили определить вероятные пути проникновения возбудителя бруцеллеза на территорию Российской Федерации из Китая и стран Ближнего Востока. Показана перспектива применения оптимизированной схемы wgSNP-типирования для решения актуальных задач в области молекулярной эпидемиологии бруцеллеза, в том числе определения генотипа и подгенотипа патогена, ассоциированного с вероятным географическим регионом происхождения инфекции, выявления генетической связи между штаммами с высокой точностью.

1. Пономаренко Д.Г., Скударева О.Н., Хачатурова А.А., Лукашевич Д.Е., Жаринова И.В., Даурова А.В., Германова А.Н., Логвиненко О.В., Ракитина Е.Л., Костюченко М.В., Манин Е.А., Малецкая О.В., Куличенко А.Н. Бруцеллез: тенденции развития ситуации в мире и прогноз на 2022 г. в Российской Федерации. Проблемы особо опасных инфекций. 2022; 2:36–45. DOI: 10.21055/0370-1069-2022-2-36-45.

2. Ющук Н.Д., Венгеров Ю.Я., редакторы. Инфекционные болезни: национальное руководство. 3-е изд., перераб. и доп. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2021. 1104 с. DOI: 10.33029/9704-6122-8-INB2021-1-1104.

3. Al Dahouk S., Tomaso H., Prenger-Berninghoff E., Splettstoesser W.D., Scholz H.C., Neubauer H. Identification of Bruicella species and biotypes using polymerase chain reactionrestriction fragment length polymorphism (PCR-RFLP). Crit. Rev. Microbiol. 2005; 31(4):191–6. DOI: 10.1080/10408410500304041.

4. Kumari G., Doimari S., Suman Kumar M., Singh M., Singh D.K. MLVA typing of Brucella melitensis and B. abortus isolates of animal and human origin from India. Anim. Biotechnol. 2023; 34(2):375–83. DOI: 10.1080/10495398.2021.1971685.

5. Sayour A.E., Elbauomy E., Abdel-Hamid N.H., Mahrous A., Carychao D., Cooley M.B., Elhadidy M. MLVA fingerprinting of Brucella melitensis circulating among livestock and cases of sporadic human illness in Egypt. Transbound. Emerg. Dis. 2020; 67(6):2435– 45. DOI: 10.1111/tbed.13581.

6. Zhao Z.J., Li J.Q., Ma L., Xue H.M., Yang X.X., Zhao Y.B., Qin Y.M., Yang X.W., Piao D.R., Zhao H.Y., Tian G.Z., Li Q., Wang J.L., Tian G., Jiang H., Xu L.Q. Molecular characteristics of Brucella melitensis isolates from humans in Qinghai Province, China. Infect. Dis. Poverty. 2021; 10(1):42. DOI: 10.1186/s40249-021-00829-0.

7. Piao D.R., Liu X., Di D.D., Xiao P., Zhao Z.Z., Xu L.Q., Tian G.Z., Zhao H.Y., Fan W.X., Cui B.Y., Jiang H. Genetic polymorphisms identify in species/biovars of Brucella isolated in China between 1953 and 2013 by MLST. BMC Microbiol. 2018; 18(1):7. DOI: 10.1186/s12866-018-1149-0.

8. Shome R., Krithiga N., Shankaranarayana P.B., Jegadesan S., Udayakumar S.V., Shome B.R., Saikia G.K., Sharma N.K., Chauhan H., Chandel B.S., Jeyaprakash R., Rahman H. Genotyping of Indian antigenic, vaccine, and field Brucella spp. using multilocus sequence typing. J. Infect. Dev. Ctries. 2016; 10(3):237–44. DOI: 10.3855/jidc.6617.

9. Whatmore A.M., Koylass M.S., Muchowski J., EdwardsSmallbone J., Gopaul K.K., Perret L.L. Extended multilocus sequence analysis to describe the global population structure of the genus Brucella: phylogeography and relationship to biovars. Front. Microbiol. 2016; 7:2049. DOI: 10.3389/fmicb.2016.02049.

10. Ковалев Д.А., Кузнецова И.В., Жиров А.М., Сердюк Н.С., Жилченко Е.Б., Пономаренко Д.Г., Водопьянов А.С., Водопьянов С.О., Куличенко А.Н. Генетическое типирование штаммов Brucella melitensis на основе анализа вариабельности INDEL-локусов. Эпидемиология и инфекционные болезни. Актуальные вопросы. 2022; 12(1):81–6. DOI: 10.18565/epidem.2022.12.1.81-6.

11. Moran-Gilad J. Whole genome sequencing (WGS) for food-borne pathogen surveillance and control-taking the pulse. Euro Surveill. 2017; 22(23):30547. DOI: 10.2807/1560-7917.ES.2017.22.23.30547.

12. Besser J., Carleton H.A., Gerner-Smidt P., Lindsey R.L., Trees E. Next-generation sequencing technologies and their application to the study and control of bacterial infections. Clin. Microbiol. Infect. 2018; 24(4):335–41. DOI: 10.1016/j.cmi.2017.10.013.

13. Collineau L., Boerlin P., Carson C.A., Chapman B., Fazil A., Hetman B., McEwen S.A., Parmley E.J., Reid-Smith R.J., Taboada E.N., Smith B.A. Integrating whole-genome sequencing data into quantitative risk assessment of foodborne antimicrobial resistance: a review of opportunities and challenges. Front. Microbiol. 2019; 10:1107. DOI: 10.3389/fmicb.2019.01107.

14. Carriço J.A., Sabat A.J., Friedrich A.W., Ramirez M. Bioinformatics in bacterial molecular epidemiology and public health: databases, tools and the next-generation sequencing revolution. Euro Surveill. 2013; 18(4):20382. DOI: 10.2807/ese.18.04.20382-en.

15. Janowicz A., De Massis F., Ancora M., Cammà C., Patavino C., Battisti A., Prior K., Harmsen D., Scholz H., Zilli K., Sacchini L., Di Giannatale E., Garofolo G. Core genome multilocus sequence typing and single nucleotide polymorphism analysis in the epidemiology of Brucella melitensis infections. J. Clin. Microbiol. 2018; 56(9):e00517-18. DOI: 10.1128/JCM.00517-18.

16. Abdel-Glil M.Y., Thomas P., Brandt C., Melzer F., Subbaiyan A., Chaudhuri P., Harmsen D., Jolley K.A., Janowicz A., Garofolo G., Neubauer H., Pletz M.W. Core genome multilocus sequence typing scheme for improved characterization and epidemiological surveillance of pathogenic Brucella. J. Clin. Microbiol. 2022; 60(8):e0031122. DOI: 10.1128/jcm.00311-22.

17. Tan K.K., Tan Y.C., Chang L.Y., Lee K.W., Nore S.S., Yee W.Y., Mat Isa M.N., Jafar F.L., Hoh C.C., AbuBakar S. Full genome SNP-based phylogenetic analysis reveals the origin and global spread of Brucella melitensis. BMC Genomics. 2015; 16(1):93. DOI: 10.1186/s12864-015-1294-x.

18. Pisarenko S.V., Kovalev D.A., Volynkina A.S., Ponomarenko D.G., Rusanova D.V., Zharinova N.V., Khachaturova A.A., Tokareva L.E., Khvoynova I.G., Kulichenko A.N. Global evolution and phylogeography of Brucella melitensis strains. BMC Genomics. 2018; 19(1):353. DOI: 10.1186/s12864-018-4762-2.

19. FastQC: A quality control tool for high throughput sequence data. 2010. [Электронный ресурс]. URL: http://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc/ (дата обращения 20.07.2023).

20. Bolger A.M., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. BioInformatics. 2014; 30(15):2114–20. DOI: 10.1093/bioinformatics/btu170.

21. Gurevich A., Saveliev V., Vyahhi N., Tesler G. QUAST: quality assessment tool for genome assemblies. Bioinformatics. 2013; 29(8):1072–5. DOI: 10.1093/bioinformatics/btt086.

22. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: Molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Mol. Biol. Evol. 2018; 35(6):1547–9. DOI: 10.1093/molbev/msy096.

23. Letunic I., Bork P. Interactive Tree Of Life (iTOL): an online tool for phylogenetic tree display and annotation. Bioinformatics. 2007; 23(1):127–8. DOI: 10.1093/bioinformatics/btl529.