О микрофлоре энтомопаразитических нематод из блох длиннохвостого суслика в Тувинском природном очаге чумы

Энтомопаразитическим нематодам блох отводится определенная роль в персистенции Yersinia pestis в природных очагах, однако их естественное микробное окружение не изучено.

Цель исследования – поиск бактерий – ассоциантов нематод, паразитирующих в блохах – переносчиках чумы в Тувинском природном очаге.

Материалы и методы. Блох собирали в процессе плановых эпизоотологических обследований в мае 2017 и 2018 гг. При проведении таксономической идентификации насекомых регистрировали наличие паразитических нематод. В 2017 г. бактериологическое исследование блох, пораженных нематодами и свободных от них, проводили отдельно, без вскрытия. Учитывали присутствие и количество бактериальных колоний на агаровых пластинках. Результаты оценили общепринятыми методами с применением программы Excel. Использовали t-критерий, однофакторный дисперсионный анализ. В 2018 г. вскрыты 84 инвазированные блохи. Извлеченных нематод посеяли в бульон Хоттингера с последующим культивированием выросших бактерий на агаре Хоттингера. Систематическую принадлежность выделенных культур определили методами масс-спектрометрического анализа (MALDI-TOF) и частичного секвенирования 16S РНК.

Результаты и обсуждение. В 2017 г. бактериологически исследовано 30 проб блох с гельминтами и 276 без них, в том числе 23 пробы инвазированных и 145 неинвазированных особей основного переносчика Citellophilus tesquorum. Статистические различия в доле образцов, обсемененных неприхотливыми бактериями, и влияние количества блох в пробе на число выросших колоний не выявлены. В 2018 г. из 23 образцов энтомопаразитических нематод выделены 26 культур бактерий родов Serratia, Staphylococcus, Pseudomonas, Acinetobacter, Macrococcus, Bacillus. Обсуждаются возможные пути их проникновения в имаго блох.

1. Zhou D., Yang R. Formation and regulation of Yersinia biofilms. Protein Cell. 2011; 2(3):173–9. DOI: 10.1007/s13238-0111024-3.

2. Ерошенко Г.А., Видяева Н.А., Куклева Л.М., Кошель Е.И., Одиноков Г.Н., Шавина Н.Ю., Князева Т.В., Мокроусова Т.В., Краснов Я.М., Анисимова Л.В., Новичкова Л.А., Ерохин П.С., Бойко А.В., Кутырев В.В. Изучение образования биопленки у беспигментных и бесплазмидных мутантов штамма Yersinia pestis на биотических поверхностях в условиях in vitro и in vivo. Проблемы особо опасных инфекций. 2012; 3:45–9. DOI: 10.21055/0370-1069-2012-3-45-49.

3. Макашова М.А., Оглодин Е.Г., Шарапова Н.А., Самойлов А.Е., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Влияние Yersinia pestis на почвенных нематод Panagrolaimus sp. из Горно-Алтайского высокогорного очага чумы. Проблемы особо опасных инфекций. 2023; 2:127–33. DOI: 10.21055/0370-1069-2023-2-127-133.

4. Оглодин Е.Г., Токмакова Е.Г., Никифоров К.А., Денисов А.В., Шарапова Н.А., Ерошенко Г.А. Систематическая принадлежность энтомопаразитических нематод, выделенных от блох в Горно-Алтайском высокогорном природном очаге чумы. Проблемы особо опасных инфекций. 2018; 2:79–83. DOI: 10.21055/0370-1069-2018-2-79-83.

5. Макашова М.А., Оглодин Е.Г., Токмакова Е.Г. Выявление симбионтов энтомопаразитических нематод Rubzovinema sp. из Тувинского горного очага чумы. В кн.: Попова А.Ю., Бакирова А.Б., редакторы. Современные проблемы эпидемиологии, микробиологии и гигиены. Материалы XI Всероссийской научнопрактической конференции молодых ученых и специалистов Роспотребнадзора (Уфа, 2–4 октября 2019 г.). Уфа; 2019. С. 255–9.

6. Koshel E.I., Aleshin V.V., Eroshenko G.A., Kutyrev V.V. Phylogenetic analysis of entomoparasitic nematodes, potential control agents of flea populations in natural foci of plague. Biomed Res. Int. 2014; 2014:135218. DOI: 10.1155/2014/135218.

7. Ерошенко Г.А., Кошель Е.И., Поршаков А.М., Князева Т.В., Краснов Я.М., Мокроусова Т.В., Новичкова Л.А., Анисимова Л.В. Характеристика энтомопаразитических нематод блох мелких грызунов. Проблемы особо опасных инфекций. 2016; 3:32–7. DOI: 10.21055/0370-1069-2016-3-32-37.

8. Рысс А.Ю., Кулинич О.А., Турицин В.С., Мазурин Е.С. Мутуалистические комплексы нематод и бактерий, ассоциированные с насекомыми. Энтомологическое обозрение. 2011; 90(3):662–71.

9. Kuwata R., Qiu L.H., Wang W., Harada Y., Yoshida M., Kondo E., Yoshiga T. Xenorhabdus ishibashii sp. nov., isolated from the entomopathogenic nematode Steinernema aciari. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2013; 63(Pt. 5):1690–5. DOI: 10.1099/ijs.0.041145-0.

10. Sajnaga E., Kazimierczak W., Skowronek M., Lis M., Skrzypek T., Waśko A. Steinernema poinari (Nematoda: Steinernematidae): a new symbiotic host of entomopathogenic bacteria Xenorhabdus bovienii. Arch. Microbiol. 2018; 200(9):1307–16. DOI: 10.1007/s00203-018-1544-9.

11. Yooyangket T., Muangpat P., Polseela R., Tandhavanant S., Thanwisai A., Vitta A. Identification of entomopathogenic nematodes and symbiotic bacteria from Nam Nao National Park in Thailand and larvicidal activity of symbiotic bacteria against Aedes aegypti and Aedes albopictus. PLoS One. 2018; 13(4):e0195681. DOI: 10.1371/journal.pone.0195681.

12. Yi Y.K., Park H.W., Shrestha S., Seo J., Kim Y.O., Shin C.S., Kim Y. Identification of two entomopathogenic bacteria from a nematode pathogenic to the Oriental beetle, Blitopertha orientalis. J. Microbiol. Biotechnol. 2007; 17(6):968–78.

13. Zhang C.X., Yang S.Y., Xu M.X., Sun J., Liu H., Liu J.R., Liu H., Kan F., Sun J., Lai R., Zhang K.Y. Serratia nematodiphila sp. nov., associated symbiotically with the entomopathogenic nematode Heterorhabditidoides chongmingensis (Rhabditida: Rhabditidae). Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009; 59(Pt. 7):1603–8. DOI: 10.1099/ijs.0.003871-0.

14. Gegner T., Carrau T., Vilcinskas A., Lee K.Z. The infection of Harmonia axyridis by a parasitic nematode is mediated by entomopathogenic bacteria and triggers sex-specific host immune responses. Sci. Rep. 2018; 8(1):15938. DOI: 10.1038/s41598-01834278-x.

15. Pervez R., Lone Sh. A., Pattnaik S. Characterization of symbiotic and associated bacteria from entomopathogenic nematode Heterorhabditis sp. (nematode: Heterorhabditidae) isolated from India. Egyptian Journal of Biological Pest Control. 2020; 30(1):144. DOI: 10.1186/s41938-020-00343-9.

16. Рокицкий П.Ф. Биологическая статистика. Минск: Вышэйш. школа; 1973. 320 с.

17. Sanger F., Coulson A.R. A rapid method for determining sequences in DNA by primed syntesis with DNA polymerase. J. Mol. Biol. 1975; 94(32):444–8. DOI: 10.1016/0022-2836(75)90213-2.

18. Binsztein N., Costagliola M.C., Pichel M., Jurquiza V., Ramírez F.C., Akselman R., Vacchino M., Huq A., Colwell R. Viable but nonculturable Vibrio cholerae O1 in the aquatic environment of Argentina. Appl. Environ. Microbiol. 2004; 70(12):7481–6. DOI: 10.1128/AEM.70.12.7481-7486.2004.

19. Li H., Li T., Qu J. Stochastic processes govern bacterial communities from the blood of pikas and from their arthropod vectors. FEMS Microbiol. Ecol. 2018; 94(6). DOI: 10.1093/femsec/fiy082.

20. Sonenshine D.E., Stewart P.E. Microbiomes of blood-feeding arthropods: genes coding for essential nutrients and relation to vector fitness and pathogenic infections. A review. Microorganisms. 2021; 9(12):2433. DOI: 10.3390/microorganisms9122433.

21. Прокопьев В.Н. Причины положительного реагирования на бензидиновую пробу у блох, не пивших крови. В кн.: Степанченко А.И., редактор. Доклады Иркутского противочумного института. Улан-Удэ; 1961. Вып. 1. С. 92–3.

22. Чумакова И.В., Тохов Ю.М. Роль эндопаразитов блох диких грызунов в энзоотии чумы. Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 2013; 1:18–20.