Результаты выявления генетических маркеров возбудителей инфекционных болезней, передаваемых иксодовыми клещами, на территории отдельных районов Республики Конго

Исследование проводилось с целью выявления генетических маркеров (РНК, 16S рРНК или ДНК) возбудителей природно-очаговых инфекционных болезней бактериальной, вирусной и риккетсиозной природы в пробах иксодовых клещей, собранных на территории отдельных регионов Республики Конго. Материалы и методы. Наличие маркеров возбудителей лихорадки Ку, риккетсиозов, анаплазмозов, эрлихиозов, туляремии, Крымской геморрагической лихорадки, клещевого энцефалита определяли методом полимеразной цепной реакции с использованием диагностических препаратов российского производства. Исследовано 509 пулов эктопаразитов 5 видов, собранных в департаментах Пул, Кювет и окрестностях г. Браззавиль в 2025 г. Результаты и обсуждение. В материале от клещей обнаружены: РНК вируса Крымской-Конго геморрагической лихорадки (ККГЛ) (0,9 % от всех исследуемых проб), кДНК Borrelia burgdorferi s.l. (3,9 %), ДНК Coxiella burnetii (1,8 %) и риккетсии группы клещевых пятнистых лихорадок (45,2 %). Положительные результаты зарегистрированы в 264 пробах из 509 (51,9 %). Генетические маркеры возбудителей клещевого энцефалита, эрлихиоза, анаплазмоза и туляремии не обнаружены. Некоторые образцы, в которых были выявлены маркеры вируса ККГЛ, Rickettsia spp. и Coxiella burnetii в высокой концентрации, подвергали генетическому анализу методом высокопроизводительного секвенирования через нанопоры на платформе MinIon (Oxford Nanopore Technologies, Великобритания), в результате чего доказано их отношение к заявленным таксономическим группам. На основании генетического анализа последовательностей S-сегмента изолятов вируса ККГЛ продемонстрирована их принадлежность к генотипу «Африка-1» со степенью гомологии от 98,8 до 100 %. Полученные сведения показывают необходимость продолжения изучения распространения возбудителей природно-очаговых инфекционных болезней, передаваемых клещами, на территории Республики Конго и организации систематического эпизоотологического мониторинга.

1. Africa CDC. Roadmap for the implementation of malaria genomic surveillance in Africa. (Cited 20 Feb 2026). [Internet]. Available from: https://africacdc.org/download/roadmap-for-theimplementation-of-malaria-genomic-surveillance-in-africa/.

2. WHO. Oropouche virus disease. (Cited 20 Feb 2026). [Internet]. Available from: https://www.who.int/ru/news-room/factsheets/detail/oropouche-virus-disease.

3. WHO. Chikungunya virus disease – Global situation. (Cited 20 Feb 2026). [Internet]. Available from: https://www.who.int/emergencies/disease-outbreak-news/item/2025-DON581.

4. Van Vuuren M., Penzhorn B.L. Geographic range of vectorborne infections and their vectors: the role of African wildlife. Rev. Sci. Tech. 2015; 34(1):139–49. DOI: 10.20506/rst.34.1.2350.

5. Tawana M., Onyiche T.E., Ramatla T., Mtshali S., Thekisoe O. Epidemiology of ticks and tick-borne pathogens in domestic ruminants across Southern African Development Community (SADC) Region from 1980 until 2021: A systematic review and meta-analysis. Pathogens. 2022; 11(8):929. DOI: 10.3390/pathogens11080929.

6. Parola Ph. Rickettsioses in sub-Saharan Africa. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2006; 1078:42–7. DOI: 10.1196/annals.1374.005.

7. Vanderburg S., Rubach M.P., Halliday J.E., Cleaveland S., Reddy E.A., Crump J.A. Epidemiology of Coxiella burnetii infection in Africa: a OneHealth systematic review. PLoS Negl. Trop. Dis. 2014; 8(4):e2787. DOI: 10.1371/journal.pntd.0002787.

8. Papa A., Mirazimi A., Köksal I., Estrada-Pena A., Feldmann H. Recent advances in research on Crimean-Congo hemorrhagic fever. J. Clin. Virol. 2015; 64:137–43. DOI: 10.1016/j.jcv.2014.08.029.

9. Kartashov M.Yu., Krivosheina E.I., Naidenova E.V., Zakharov K.S., Shvalov A.N., Boumbaly S., Ternovoi V.A., Loktev V.B. Simultaneous detection and genome analysis of the Kindia tick virus in cattle and Rhipicephalus ticks in the Republic of Guinea. Vector Borne Zoonotic Dis. 2025; 25(7):470–5. DOI: 10.1089/vbz.2024.0056.

10. Kiwan P., Lopez E., Gasparine M., Piorkowski G., Colmant A., Paguem A., Mvodo S., Thirion L., de Lamballerie X., Charrel R., Falchi A. First detection and molecular characterization of Jingmen tick virus with a high occurrence in Rhipicephalus (Boophilus) microplus collected from livestock in Cameroon (2024). Parasit. Vectors. 2025; 18(1):41. DOI: 10.1186/s13071-025-06670-w.

11. Jensenius M, Davis X., von Sonnenburg F., Schwartz E., Keystone J.S., Leder K., Lopéz-Véléz R., Caumes E., Cramer J.P., Chen L., Parola Ph.; GeoSentinel Surveillance Network. Multicenter GeoSentinel analysis of rickettsial diseases in international travelers, 1996–2008. Emerg. Infect. Dis. 2009; 15(11):1791–8. DOI: 10.3201/eid1511.090677.

12. Leblebicioglu H., Ozaras R., Fletcher T.E., Beeching N.J.; ESCMID Study Group for Infections in Travellers and Migrants (ESGITM). Crimean-Congo haemorrhagic fever in travellers: A systematic review. Travel Med. Infect. Dis. 2016; 14(2):73–80. DOI: 10.1016/j.tmaid.2016.03.002.

13. Jensenius M., Parola Ph., Raoult D. Threats to international travellers posed by tick-borne diseases. Travel Med. Infect. Dis. 2006; 4(1):4–13. DOI: 10.1016/j.tmaid.2004.11.003.

14. Yadav P.D., Vincent M.J., Khristova M., Kale Ch., Nichol S.T., Mishra A.C., Mourya D.T. Genomic analysis reveals Nairobi sheep disease virus to be highly diverse and present in both Africa, and in India in the form of the Ganjam virus variant. Infect. Genet. Evol. 2011; 11(5):1111–20. DOI: 10.1016/j.meegid.2011.04.001.

15. Sureau P., Cornet J.P., Germain M., Camicas J.L., Robin Y. [Surgey of tick-borne arboviruses in the Central African Republic (1973–1974). Isolation of Dugbe, CHF/Congo, Jos and Bhanja viruses]. Bull. Soc. Pathol. Exot. Filiales. 1976; 69(1):28–33.

16. Grard G., Drexler J.F., Fair J., Muyembe J.-J., Wolfe N.D., Drosten Ch., Leroy E.M. Re-emergence of Crimean-Congo hemorrhagic fever virus in Central Africa. PLoS Negl. Trop. Dis. 2011; 5(10):e1350. DOI: 10.1371/journal.pntd.0001350.

17. Boumbanda Koyo C.S., Oyegue-Liabagui S.L., Mediannikov O., Cortaredona S., Kouna L.Ch., Raoult D., Lekana-Douki J.B., Fenollar F. High circulation of malaria and low prevalence of bacteremia in febrile and afebrile children in northeastern Gabon. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2020; 102(1):121–9. DOI: 10.4269/ajtmh.19-0368.

18. Haynes E., Garrett K.B., Grunert R.K.A., Bryan J.A., Sidouin M., Oaukou Ph.T., Ngandolo B.N.R., Yabsley M.J., Cleveland C.A. Surveillance of tick-borne pathogens in domestic dogs from Chad, Africa. BMC Vet. Res. 2024; 20(1):417. DOI: 10.1186/s12917024-04267-6.

19. The population of the Republic of the Congo. (Cited 20 Feb 2026). [Internet]. Available from: https://countrymeters.info/ru/Congo.

20. Malonga G.A., Maiga A.I., Moudiongui Mboungou Malanda D., Saliou M., Malanda-Kiminou J.P., Dolo O., Boumba A.L.M., Ba A., Murphy R., Peko J.F., Marcelin A.-G., Calvez V., Marot S. Seroprevalence of Crimean-Congo hemorrhagic fever virus among people living with HIV in Brazzaville, Congo and among blood donors in Bamako, Mali. Ticks Tick Borne Dis. 2024; 15(1):102276. DOI: 10.1016/j.ttbdis.2023.102276.

21. Walker A.R., Bouattour A., Camicas J.-L., Estrada-Peña A., Horak I.G., Latif A.A., Pegram P.G., Preston P.M. Ticks of Domestic Animals in Africa: a Guide to Identification of Species. Edinburgh: Bioscience Reports; 2014. 227 p.

22. Lempereur L., Geysen D., Madder M. Development and validation of a PCR-RFLP test to identify African Rhipicephalus (Boophilus) ticks. Acta Trop. 2010; 114(1):55–8. DOI: 10.1016/j.actatropica.2010.01.004.

23. Biggerstaff B. PooledInfRate, Version 4.0: An Excel®AddIn to Compute Infection Rates from Pooled Data. Centers for Disease Control and Prevention Fort Collins: Colorado. 2016. [Internet]. Available from: https://github.com/CDCgov/PooledInfRate.

24. Morel P.-C., Finelle P. Les tiques des animaux domestiques du Centrafrique. Rev. Elev. Méd. Vét. Pays Trop. 1961; 14(2):191–7. DOI: 10.19182/remvt.7111.

25. Awa D.N., Adakal H., Luogbou N.D.D., Wachong K.H., Leinyuy I., Achukwi M.D. Cattle ticks in Cameroon: is Rhipicephalus (Boophilus) microplus absent in Cameroon and the Central African region? Ticks Tick Borne Dis. 2015; 6(2):117–22. DOI: 10.1016/j.ttbdis.2014.10.005.

26. Lusiano A., Jallow B.J.J., Liu M., Ma Y., Miambo R.D., Meng F. Distribution of Rhipicephalus microplus and Hyalomma lusitanicum, and the pathogens they are carrying: A systematic review. Parasite Epidemiol. Control. 2025; 30:e00437. DOI: 10.1016/j.parepi.2025.e00437.

27. Gabriel A.N.A., Wang X.-Y., Fornah L., Belete A.G., Russo M.T., Lota L.K., Mekonnen T.D., Shimbre M.S. Tick diversity, emerging tick-borne pathogens, and public health implications across Africa: A systematic review. Acta Parasitol. 2025; 70(6):214. DOI: 10.1007/s11686-025-01160-6.

28. Szigeti A., Kreizinger Z., Hornok S., Abichu G., Gyuranecz M. Detection of Francisella-like endosymbiont in Hyalomma rufipes from Ethiopia. Ticks Tick Borne Dis. 2014; 5(6):818–20. DOI: 10.1016/j.ttbdis.2014.06.002.

29. Mohamed S.E.R., Mubarak A.I., Alfarooq L.O. Francisella tularensis bacteremia: a case report from Sudan. Case Rep. Infect. Dis. 2012; 2012:405737. DOI: 10.1155/2012/405737.