Фенотипический анализ и генетические особенности клинических штаммов Vibrio paracholerae

Цель работы – комплексное фенотипическое и генетическое изучение клинических штаммов Vibrio paracholerae, выделенных на территории Российской Федерации и сопредельных стран. Материалы и методы. Использовали 210 нуклеотидных последовательностей полных геномов V. cholerae неO1/неO139 и 12 штаммов V. paracholerae, вызвавших острые кишечные инфекции в 1975–2014 гг. Подвижность, продукцию растворимой гемагглютинин/протеазы, фосфолипазы и гемолизина определяли с использованием специальных сред; чувствительность к антибиотикам – диско-диффузионным методом. Для биоинформационного анализа применяли BLAST, BioEdit (v.7.7.1), ABRicate и базы данных VFDB и CARD, для вычисления ANI – fastANI v.1.34. Результаты и обсуждение. При анализе 210 геномов V. cholerae неO1/неO139 обнаружено 12 геномов, содержащих специфические маркеры V. paracholerae и лишенных локусов, характерных для V. cholerae. Определение средней нуклеотидной идентичности геномов подтвердило их отношение к V. paracholerae. Установлено, что парахолерные вибрионы, как и холерные, подвижны, продуцируют ферменты патогенности и гемолизин. Все штаммы чувствительны к тетрациклину, азитромицину, аминогликозидам, цефалоспоринам и фторхинолонам III поколения, но устойчивы к рифампицину (100 %), ампициллину – 58,3 %, триметоприму/сульфаметоксазолу – 25 %, фторхинолонам II поколения – 16,7 %. Анализ генома выявил отсутствие профага CTXφ и острова патогенности VPI-1. У ряда штаммов присутствуют единичные гены островов пандемичности VSP-I и VSP-II. Обнаружены локусы, кодирующие дополнительные детерминанты патогенности – гемолизин HlyA, растворимую гемагглютинин/протеазу HapA, токсин MARTX, белки системы секреции VI типа, холикс-токсин СhxA (у 75 % изолятов). У всех штаммов присутствуют локусы эффлюксных систем RND-типа, у 85,7 % устойчивых к ампициллину изолятов – гены β-лактамаз carb. Таким образом, по фенотипическим признакам и генетическому строению клинические изоляты V. paracholerae схожи с водными вибрионами; факторы патогенности, специфичные для этой группы, выявить не удалось. Несмотря на наличие полирезистентных изолятов, отмечена чувствительность к большинству антибиотиков, используемых при лечении кишечных инфекций.

1. Siamalube B., Ehinmitan E., Runo S., Onguso J., Ngotho M. Recent trends of Vibrio cholerae: global and regional incidences. Foodborne Pathog. Dis. 2026; 23(3):155–8. DOI: 10.1089/fpd.2024.0165.

2. Kaper J.B., Morris J.G., Levine M.M. Cholera. Clin. Microbiol. Rev. 1995; 8(1):48–86. DOI: 10.1128/CMR.8.1.48.

3. Селянская Н.А., Веркина Л.М., Березняк Е.А., Титова С.В., Железняк Н.Г., Архангельская И.В. Сравнительная оценка антибиотикорезистентности штаммов V. cholerae nonО1/ nonО139, выделенных от людей в Ростовской области в разные годы. Эпидемиология и инфекционные болезни. 2015; 20(3):32–5. DOI: 10.17816/EID40875.

4. Монахова Е.В., Архангельская И.В. Холерные вибрионы неО1/неО139 серогрупп в этиологии острых кишечных инфекций: современная ситуация в России и в мире. Проблемы особо опасных инфекций. 2016; (2):14–23. DOI: 10.21055/0370-1069-2016-2-14-23.

5. Монахова Е.В., Кругликов В.Д., Водопьянов А.С., Селянская Н.А., Ежова М.И., Носков А.К. Молекулярно-генетическая характеристика штамма Vibrio cholerae nonО1/ nonО139 – возбудителя нового случая острой кишечной инфекции в Ростове-на-Дону. Инфекция и иммунитет. 2022; 12(6):1156–62. DOI: 10.15789/2220-7619-MGC-2022.

6. Архангельская И.В., Кругликов В.Д., Левченко Д.А., Монахова Е.В., Непомнящая Н.Б., Подойницына О.А., Ежова М.И. Клинические штаммы холерных вибрионов неО1/неО139 серогрупп в России: динамика выделения, серологическая принадлежность, генетические особенности. Эпидемиология и инфекционные болезни. Актуальные вопросы. 2021; (1):52–6. DOI: 10.18565/epidem.2021.11.1.52-6.

7. Gherlan G.S., Lazar D.S., Florescu S.A., Dirtu R.M., Codreanu D.R., Lupascu S., Nica M. Non-toxigenic Vibrio cholerae – just another cause of vibriosis or a potential new pandemic? Arch. Clin. Cases. 2025; 12(1):5–16. DOI: 10.22551/2025.46.1201.10305.

8. Islam M.T., Nasreen T., Kirchberger P.C., Liang K.Y.H., Orata F.D., Johura F.T., Hussain N.A.S., Im M.S., Tarr C.L., Alam M., Boucher Y.F. Population analysis of Vibrio cholerae in aquatic reservoirs reveals a novel sister species (Vibrio paracholerae sp. nov.) with a history of association with humans. Appl. Environ. Microbiol. 2021; 87(17):e0042221. DOI: 10.1128/AEM.00422-21.

9. Munson E., Carella A., Carroll K.C. Valid and accepted novel bacterial taxa derived from human clinical specimens and taxonomic revisions published in 2022. J. Clin. Microbiol. 2023; 61(11):e0083823. DOI: 10.1128/jcm.00838-23.

10. Morgado S.M., da Fonseca E.L., Vicente A.C.P. Tracking a misclassified pathogen: genomic and epidemiological features of Vibrio paracholerae. Microb. Genom. 2026; 12(1):001605. DOI: 10.1099/mgen.0.001605.

11. Morgado S.M., da Fonseca E.L., Vicente A.C.P. Vibrio cholerae and Vibrio paracholerae bacteraemia strains encompass lineages that share resistome and virulome profiles. Mem. Inst. Oswaldo. Cruz. 2025; 120:e240159. DOI: 10.1590/0074-02760240159.

12. Rehm C., Lippert K., Indra A., Kolarević S., Kračun-Kolarević M., Leopold M., Steinbacher S., Schachner I., Campostrini L., Risslegger A., Farnleitner A.H., Kolm C., Kirschner A.K.T. First report on the occurrence of Vibrio cholerae nonO1/nonO139 in natural and artificial lakes and ponds in Serbia: Evidence for a long‐distance transfer of strains and the presence of Vibrio paracholerae. Environ. Microbiol. Reports. 2023; 15(2):142–52. DOI: 10.1111/1758-2229.13136.

13. Заднова С.П., Челдышова Н.Б., Кусмарцева Д.Л., Рыбальченко Д.А., Сергутин Д.А., Бойко А.В., Казанцев А.В., Корешкова О.А., Федоров А.В., Краснов Я.М., Портенко С.А., Щербакова С.А. Генетические особенности штаммов Vibrio cholerae неО1/неО139 и Vibrio paracholerae, циркулирующих в реке Волге в районе Саратова. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2026; 103(1):44–57. DOI: 10.36233/0372-9311-779.

14. Carraro N., Rivard N., Ceccarelli D., Colwell R.R., Burrus V. IncA/C conjugative plasmids mobilize a new family of multidrug resistance islands in clinical Vibrio cholerae non-O1/ non-O139 isolates from Haiti. mBio. 2016; 7(4):e00509-16. DOI: 10.1128/mBio.00509-16.

15. Lu B., Zhou H., Li D., Li F., Zhu F., Cui Y., Huang L., Wang D. The first case of bacteraemia due to non-O1/non-O139 Vibrio cholerae in a type 2 diabetes mellitus patient in mainland China. Int. J. Infect. Dis. 2014; 25:116–8. DOI: 10.1016/j.ijid.2014.04.015.

16. Zhao N., Weng X., Yu Y., Ge T., Tang C., He M., Lin X. Virulence gene profiles and antimicrobial resistance in clinical and environmental isolates of non-O1/non-O139 Vibrio cholerae. BMC Microbiol. 2026; 26(1):267. DOI: 10.1186/s12866-026-04836-9.

17. Lepuschitz S., Baron S., Larvor E., Granier S.A., Pretzer C., Mach R.L., Farnleitner A.H., Ruppitsch W., Pleininger S., Indra A., Kirschner A.K.T. Phenotypic and genotypic antimicrobial resistance traits of Vibrio cholerae non-O1/non-O139 isolated from a large Austrian lake frequently associated with cases of human infection. Front. Microbiol. 2019; 10:2600. DOI: 10.3389/fmicb.2019.02600.

18. Das B., Verma J., Kumar P., Ghosh A., Ramamurthy T. Antibiotic resistance in Vibrio cholerae: understanding the ecology of resistance genes and mechanisms. Vaccine. 2020; 38 Suppl. 1:A83-A92. DOI: 10.1016/j.vaccine.2019.06.031.

19. Olivier V., Salzman N.H., Satchell K.J.F. Prolonged colonization of mice by Vibrio cholerae El Tor O1 depends on accessory toxins. Infect. Immun. 2007; 75(10):5043–51. DOI: 10.1128/IAI.00508-07.

20. Benitez J.A., Silva A.J. Vibrio cholerae hemagglutinin (HA)/protease: an extracellular metalloprotease with multiple pathogenic activities. Toxicon. 2016; 115:55–62. DOI: 10.1016/j.toxicon.2016.03.003.

21. Pukatzki S., Ma A.T., Sturtevant D., Krastins В., Sarracino D., Nelson W.C., Heidelberg J.F., Mekalanos J.J. Identification of a conserved bacterial protein secretion system in Vibrio cholerae using the Dictyostelium host model system. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2006; 103(5):1528–33. DOI: 10.1073/pnas.0510322103.

22. Pride A.C., Guan Z., Trent M.S. Characterization of the Vibrio cholerae VolA surface-exposed lipoprotein lysophospholipase. J. Bacteriol. 2014; 196(8):1619–26. DOI: 10.1128/JB.01281-13.

23. Монахова Е.В., Архангельская И.В., Титова С.В., Писанов Р.В. MSHA-подобные пили нетоксигенных штаммов холерных вибрионов. Проблемы особо опасных инфекций. 2019; (3):75–80. DOI: 10.21055/0370-1069-2019-3-75-80.

24. Bhandari M., Rathnayake I.U., Huygens F., Jennison A.V. Clinical and environmental Vibrio cholerae non-O1, non-O139 strains from Australia have similar virulence and antimicrobial resistance gene profiles. Microbiol. Spectr. 2023; 11(1):e0263122. DOI: 10.1128/spectrum.02631-22.

25. Prouty M.G., Correa N.E., Klose K.E. The novel σ54- and σ28-dependent flagellar gene transcription hierarchy of Vibrio cholerae. Mol. Microbiol. 2001; 39(6):1595–609. DOI: 10.1046/j.1365-2958.2001.02348.x.

26. Ерошенко Г.А., Куклева Л.М., Шавина Н.Ю., Кутырев В.В. Генетические особенности штаммов холерных вибрионов неО1/неО139 серогруппы, выделенных от больных в Астрахани в 1976–2003 гг. Проблемы особо опасных инфекций. 2006; (2):41–4.

27. Тришина А.В., Березняк Е.А., Ежова М.И., Березняк Ю.Л., Чемисова О.С. Резистентность к антибиотикам экологических изолятов Vibrio cholerae nonO1/nonO139. Здоровье населения и среда обитания. 2022; 30(3):66–71. DOI: 10.35627/2219-5238/2022-30-3-66-71.

28. Kim H.B., Wang M., Ahmed S., Park C.H., LaRocque R.C., Faruque A.S., Salam M.A., Khan W.A., Qadri F., Calderwood S.B., Jacoby G.A., Hooper D.C. Transferable quinolone resistance in Vibrio cholerae. Antimicrob. Agents Chemother. 2010; 54(2):799– 803. DOI: 10.1128/AAC.01045-09.

29. Bina X.R., Bina J.E. Vibrio cholerae RND efflux systems: mediators of stress responses, colonization and pathogenesis. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2023; 13:1203487. DOI: 10.3389/fcimb.2023.1203487.