Комплексный подход к видоспецифичной детекции вируса оспы коров
https://doi.org/10.21055/0370-1069-2016-4-60-63
Аннотация
Цель. Разработка и апробация метода видоспецифичной детекции вируса оспы коров (ВОК). Материалы и методы. В работе использованы олигонуклеотидные праймеры и флуоресцентно- меченные зонды для родоспецифичной детекции ортопоксвирусов (ОПВ) и видоспецифичной детекции вирусов оспы коров и эктромелии (ВЭ). Пары флуоресцентных красителей и соответствующих тушителей флуоресценции вводили в зонды в соответствии с их специфичностью: ОПВ-специфичнй зонд содержал пару FAM/BHQ1, ВОК-специфичный зонд – JOE/BHQ1, ВЭ-специфичный зонд – Cy5/ BHQ3. Для определения чувствительности и специфичности метода видоспецифичной детекции вируса оспы коров исследованы образцы 68 различных штаммов ортопоксвирусов. Результаты и выводы. Реализован комплексный подход к видоспецифичной детекции вируса оспы коров за счет использования мультиплексного варианта ПЦР в реальном времени для одновременной мультилокусной детекции на основе трех независимых генов-мишеней вируса оспы коров, родоспецифичной детекции для исключения ложноотрицательных результатов и дополнительных олигонуклеотидных праймеров и зонда, обеспечивающих специфичную детекцию вируса эктромелии, с целью исключения ложноположительных результатов.
Об авторе
Р. А. МаксютовРоссия
630559, Новосибирская обл., п. Кольцово
Список литературы
1. Baxby D., Bennett M., Getty B. Human cowpox 1969-93: a review based on 54 cases. Br. J. Dermatol. 1994; 131(5):598–607.
2. Blackford S., Roberts D.L., Thomas P.D. Cowpox infection causing a generalized eruption in a patient with atopic dermatitis. Br. J. Dermatol. 1993; 129(5):628–9.
3. Carroll D.S., Emerson G.L., Li Y., Sammons S., Olson V., Frace M., Nakazawa Y., Czerny C.P., Tryland M., Kolodziejek J., Nowotny N., Olsen-Rasmussen M., Khristova M., Govil D., Karem K., Damon I.K., Meyer H. Chasing Jenner's vaccine: revisiting cow- pox virus classification. PLoS One. 2011; 6(8):e23086. DOI: 10.1371/ journal.pone.0023086.
4. Duraffour S., Mertens B., Meyer H., van den Oord J.J., Mitera T., Matthys P., Snoeck R., Andrei G. Emergence of cowpox: study of the virulence of clinical strains and evaluation of antivirals. PLoS One. 2013; 8(2):e55808. DOI: 10.1371/journal.pone.0055808.
5. Gavrilova E.V., Shcherbakov D.N., Maksyutov R.A., Shchelkunov S.N. Development of real-time PCR assay for detec- tion of cowpox virus. J. Clin. Virol. 2010; 49:37–40. DOI: 10.1016/j. jcv.2010.06.003.
6. Hobi S., Mueller R.S., Hill M., Nitsche A., Löscher T., Guggemos W., Ständer S., Rjosk-Dendorfer D., Wollenberg A. Neurogenic inflammation and colliquative lymphadenitis with per- sistent orthopox virus DNA detection in a human case of cowpox virus infection transmitted by a domestic cat. Br. J. Dermatol. 2015; 173(2):535–9. DOI: 10.1111/bjd.13700.
7. Kinnunen P.M., Holopainen J.M., Hemmilä H., Piiparinen H., Sironen T., Kivelä T., Virtanen J., Niemimaa J., Nikkari S., Järvinen A., Vapalahti O. Severe Ocular Cowpox in a Human, Finland. Emerg. Infect. Dis. 2015; 21(12):2261–3. DOI: 10.3201/eid2112.150621.
8. Maksyutov R.A., Gavrilova E.V., Meyer H., Shchelkunov S.N. Real-time PCR assay for specific detection of cowpox virus. J. Virol. Methods. 2015; 175:163–9.
9. Maksyutov R.A., Gavrilova E.V., Shchelkunov S.N. Species- specific differentiation of variola, monkeypox, and varicella-zoster viruses by multiplex real-time PCR assay. J. Virol. Methods. 2016; 236:215–20. DOI: 10.1016/j.jviromet.2016.07.024.
10. Ninove L., Domart Y., Vervel C., Voinot C., Salez N., Raoult D., Meyer H., Capek I., Zandotti C., Charrel R. Cowpox virus transmission from pet rats to humans, France. Emerg. Infect. Dis. 2009; 15(5):781–4. DOI: 10.3201/eid1505.090235.
11. Rimoin A.W., Mulembakani P.M., Johnston S.C., Lloyd Smith J.O., Kisalu N.K., Kinkela T.L., Blumberg S., Thomassen H.A., Pike B.L., Fair J.N., Wolfe N.D., Shongo R.L., Graham B.S., Formenty P., Okitolonda E., Hensley L.E., Meyer H., Wright L.L., Muyembe J.J. Major increase in human monkeypox inci- dence 30 years after smallpox vaccination campaigns cease in the Democratic Republic of Congo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010; 107(37):16262–7. DOI: 10.1073/pnas.1005769107.
12. Shchelkunov S.N. An increasing danger of zoonotic or- thopoxvirus infections. PLoS Pathog. 2013; 9(12):e1003756. DOI: 10.1371/journal.ppat.1003756.
13. Shchelkunov S.N., Shcherbakov D.N., Maksyutov R.A., Gavrilova E.V. Species-specific identification of variola, monkey- pox, cowpox, and vaccinia viruses by multiplex real-time PCR assay. J. Virol. Methods. 2011; 175(2):163–9. DOI: 10.1016/j. jviromet.2011.05.002.
14. Silva-Fernandes A.T., Travassos C.E., Ferreira J.M., Abrahão J.S., Rocha E.S., Viana-Ferreira F., dos Santos J.R., Bonjardim C.A., Ferreira P.C., Kroon E.G. Natural human infections with Vaccinia virus during bovine vaccinia outbreaks. J. Clin. Virol. 2009; 44(4):308–13. DOI: 10.1016/j.jcv.2009.01.007.
15. Vorou R.M., Papavassiliou V.G., Pierroutsakos I.N. Cowpox virus infection: an emerging health threat. Curr. Opin. Infect. Dis. 2008; 21(2):153–6. DOI: 10.1097/QCO.0b013e3282f44c74.
Рецензия
Для цитирования:
Максютов Р.А. Комплексный подход к видоспецифичной детекции вируса оспы коров. Проблемы особо опасных инфекций. 2016;(4):60-63. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2016-4-60-63
For citation:
Maksyutov R.A. Complex Approach to Species-Specific Detection of Cowpox Virus. Problems of Particularly Dangerous Infections. 2016;(4):60-63. (In Russ.) https://doi.org/10.21055/0370-1069-2016-4-60-63