Preview

Проблемы особо опасных инфекций

Расширенный поиск

Перспективы применения петлевой изотермической амплификации в диагностике опасных инфекционных болезней, вызванных вирусами I группы патогенности

https://doi.org/10.21055/0370-1069-2020-2-22-30

Полный текст:

Аннотация

Опасные вирусные инфекционные болезни представляют серьезную угрозу для жизни и здоровья людей, так как неконтролируемое их распространение приводит к развитию крупных вспышек и эпидемий. Быстрое и точное выявление возбудителя является важнейшей составляющей борьбы с инфекционными заболеваниями. Данный обзор посвящен петлевой изотермической амплификации (loop-mediated isothermal amplification, LAMP), являющейся одним из простых и надежных методов молекулярно-генетических исследований, отвечающих современным требованиям. Простота процедуры постановки анализа и учета полученных результатов, необходимая в условиях с минимальными возможностями лабораторной базы, позволяет рассматривать данный вид диагностических технологий как наиболее перспективный, позволяющий выявить генетические маркеры (ДНК или РНК) возбудителей опасных инфекционных болезней в максимально короткие сроки. Цель обзора состоит в обобщении и систематизации имеющихся на сегодняшний день данных о случаях применения LAMP для выявления РНК опасных инфекционных болезней, вызванных вирусами, относящимися к I группе патогенности (Эбола, Марбург, Ласса). В работе рассматриваются основные принципы реакции петлевой изотермической амплификации, компоненты, входящие в состав реакционной смеси и используемые для постановки анализа, а также способы детекции полученных результатов. При изучении имеющихся в литературных источниках сведений о достоинствах и недостатках LAMP показано, что во многих случаях изотермическая амплификация не уступает по чувствительности и специфичности основным молекулярно-генетическим методам диагностики, используемым в настоящее время. Рассмотрены также модификации, которые можно применять для ускоренной диагностики РНК-содержащих вирусов. 

Об авторах

М. Ю. Карташов
ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор»; Новосибирский государственный университет
Россия

Карташов Михаил Юрьевич

630559, Новосибирская обл., п. Кольцово;  Новосибирск



Е. В. Чуб
ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор»
Россия
630559, Новосибирская обл., п. Кольцово


Т. П. Микрюкова
ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор»
Россия
630559, Новосибирская обл., п. Кольцово


Е. В. Найденова
ФКУЗ «Российский научно-исследовательский противочумный институт «Микроб»
Россия
410005, Саратов, ул. Университетская, 46


В. А. Терновой
ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор»
Россия
630559, Новосибирская обл., п. Кольцово


Список литературы

1. Walker G.T., Fraiser M.S., Schram J.L., Little M.C., Nadeau J.G., Malinowski D.P. Strand displacement amplification – an isothermal, in vitro DNA amplification technique. Nucl. Acids Res. 1992; 20(7):1691–6. DOI: 10.1093/nar/20.7.1691.

2. Dean F.B., Hosono S., Fang L., Wu X., Faruqi A.F., BrayWard P., Sun Z., Zong Q., Du Y., Du J., Driscoll M., Song W., Kingsmore S.F., Egholm M., Lasken R.S. Comprehensive human genome amplification using multiple displacement amplification. Proc. Nat. Acad. Sci. 2002; 99(8):5261–6. DOI: 10.1073/pnas.082089499.

3. Liu W., Dong D., Yang Z., Zou D., Chen Z., Yuan J., Huang L. Polymerase Spiral Reaction (PSR): Anovel isothermal nucleic acid amplification method. Sci. Rep. 2015; 5(1):12723. DOI: 10.1038/srep12723.

4. Fischbach J., Frohme M., Glцkler J. Hinge-initiated primer-dependent amplification of nucleic acids (HIP) – a new versatile isothermal amplification method. Sci. Rep. 2017; 7(1):7683. DOI: 10.1038/s41598-017-08067-x.

5. Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K., Amino N., Hase T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucl. Acids Research. 2000; 28(12):663. DOI: 10.1093/nar/28.12.e63.

6. Mori Y., Notomi T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a rapid, accurate, and cost-effective diagnostic method for infectious diseases. J. Infect. Chemother. 2009; 15(2):62–9. DOI: 10.1007/s10156-009-0669-9.

7. Kaneko H., Kawana T., Fukushima E., Suzutani T. Tolerance of loop-mediated isothermal amplification to a culture medium and biological substances. J. Biochem. Biophys. Methods. 2007; 70(3):499–501. DOI: 10.1016/j.jbbm.2006.08.008.

8. Francois P., Tangomo M., Hibbs J., Bonetti E.-J., Boehme C.C., Notomi T., Perkins M.D., Schrenzel J. Robustness of a loopmediated isothermal amplification reaction for diagnostic applications. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 2011; 62(1):41–8. DOI: 10.1111/j.1574-695X.2011.00785.x.

9. Moser M.J., DiFrancesco R.A., Gowda K., Klingele A.J., Sugar D.R., Stocki S., Mead D.A., Schoenfeld T.W. Thermostable DNA polymerase from a viral metagenome is a potent RT-PCR enzyme. PLoS ONE. 2012; 7(6):e38371. DOI: 10.1371/journal. pone.0038371.

10. Chander Y., Koelbl J., Puckett J., Moser M.J., Klingele A.J., Liles M.R., Carrias A., Mead D.A., Schoenfeld T.W. A novel thermostable polymerase for RNA and DNA loop-mediated isothermal amplification (LAMP). Front. Microbiol. 2014; 5. DOI: 10.3389/ fmicb.2014.00395.

11. Ignatov K.B., Barsova E.V., Fradkov A.F., Blagodatskikh K.A., Kramarova T.V., Kramarov V.M. A strong strand displacement activity of thermostable DNA polymerase markedly improves the results of DNA amplification. BioTechniques. 2014; 57(2):81–7. DOI: 10.2144/000114198.

12. Lee S.H., Baek Y.H., Kim Y-H., Choi Y-K., Song M-S., Ahn J-Y. One-pot reverse transcriptional loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) for detecting MERS-CoV. Front. Microbiol. 2017; 7:2166. DOI: 10.3389/fmicb.2016.02166.

13. Monazah A., Zeinoddini M., Saeeidinia A.R. Evaluation of a rapid detection for Coxsackievirus B3 using one-step reverse transcriptionloop-mediatedisothermalamplification(RT-LAMP). J. Virol. Methods. 2017; 246:27–33. DOI: 10.1016/j.jviromet.2017.04.006.

14. Curtis K.A., Rudolph D.L., Owen S.M. Rapid detection of HIV-1 by reverse-transcription, loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP). J. Virol. Methods. 2008; 151(2):264–70. DOI: 10.1016/j.jviromet.2008.04.011

15. Batra K., Kumar A., Kumar V., Nanda T., Maan N.S., Maan S. Development and evaluation of loop-mediated isothermal amplification assay for rapid detection of Capripoxvirus. Vet. World. 2015; 8(11):1286–92. DOI: 10.14202/vetworld.2015.1286-1292.

16. Oscorbin I.P., Belousova E.A., Zakabunin A.I., Boyarskikh U.A., Filipenko M.L. Comparison of fluorescent intercalating dyes for quantitative loop-mediated isothermal amplification (qLAMP). BioTechniques. 2016; 61(1):20–5. DOI: 10.2144/000114432.

17. Shi W., Li K., Ji Y., Jiang Q., Shi M., Mi Z. Development and evaluation of reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification assay for rapid detection of enterovirus 71. BMC Infect. Dis. 2011; 11(1):197. DOI: 10.1186/1471-2334-11-197.

18. Wu R., Liu X., Guo B., Chen F., Wang X. Development of double loop-mediated isothermal amplification to detect Listeria monocytogenes in food. Curr. Microbiol. 2014; 69(6):839–45. DOI: 10.1007/s00284-014-0661-1.

19. Watts M.R., James G., Sultana Y., Ginn A.N., Outhred A.C., Kong F., Outhred A.C., Iredell J.R., Chen S.C.-A., Lee R. A LoopMediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Strongyloides stercoralis in stool that uses a visual detection method with SYTO-82 fluorescent dye. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2014; 90(2):306–11. DOI: 10.4269/ajtmh.13-0583.

20. Mwendwa F., Mbae C.K., Kinyua J., Mulinge E., Mburugu G.N., Njiru Z.K. Stem loop-mediated isothermal amplification test: comparative analysis with classical LAMP and PCR in detection of Entamoeba histolytica in Kenya. BMC Res Notes. 2017; 10(1):142. DOI:10.1186/s13104-017-2466-3

21. Hill J., Beriwal S., Chandra I., ., Paul V.K., Kapil A., Singh T., Wadowsky R.M., Singh V., Goyal A., Jahnukainen T., Johnson J.R., Tarr P.I., Vats A. Loop-mediated isothermal amplification assay for rapid detection of common strains of Escherichia coli. J. Clin. Microbiol. 2008; 46(8):2800–4. DOI:10.1128/JCM.00152-08.

22. Gudnason H., Dufva M., Bang D.D., Wolff A. Comparison of multiple DNA dyes for real-time PCR: effects of dye concentration and sequence composition on DNA amplification and melting temperature. Nucleic Acids Research. 2007; 35(19):e127. DOI: 10.1093/ nar/gkm671.

23. Eischeid A.C. SYTO dyes and EvaGreen outperform SYBR Green in real-time PCR. BMC Res. Notes. 2011; 4(1):263. DOI: 10.1186/1756-0500-4-263.

24. Mori Y., Kanda H., Notomi T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): recent progress in research and development. J. Infect. Chemother. 2013; 19(3):404–411. DOI: 10.1007/s10156013-0590-0.

25. Notomi T., Mori Y., Tomita N., Kanda H. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): principle, features, and future prospects. J. Microbiol. 2015; 53(1):1–5. DOI: 10.1007/s12275-015-4656-9.

26. Parida M., Horioke K., Ishida H., Dash P.K., Saxena P., Jana A.M., Islam M.A., Inoue S., Hosaka N., Morita K. Rapid detection and differentiation of Dengue virus serotypes by a real-time reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification assay. J. Clin. Microbiol. 2005; 43(6):2895–903. DOI: 10.1128/JCM.43.6.28952903.2005.

27. Tian B., Qiu Z., Ma J., Gуmez de la Torre T.Z., Johansson C., Svedlindh P., Strцmberg M. Attomolar Zika virus oligonucleotide detection based on loop-mediated isothermal amplification and AC susceptometry. Biosens. Bioelectron. 2016; 86:420–5. DOI: 10.1016/j.bios.2016.06.085.

28. Li S., Fang M., Zhou B., Ni H., Shen Q., Zhang H., Han Y., Yin J., Chang W., Xu G., Cao G. Simultaneous detection and differentiation of dengue virus serotypes 1–4, Japanese encephalitis virus, and West Nile virus by a combined reverse-transcription loopmediated isothermal amplification assay. Virol. J. 2011; 8:360. DOI: 10.1186/1743-422X-8-360.

29. Parida M.M., Santhosh S.R., Dash P.K., Tripathi N.K., Lakshmi V., Mamidi N., Shrivastva A., Gupta N., Saxena P., Babu J.P., Rao P.V.L., Morita K. Rapid and real-time detection of Chikungunya virus by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification assay. J. Clin. Microbiol. 2007; 45(2):351–7. DOI: 10.1128/JCM.01734-06.

30. Hayasaka D., Aoki K., Morita K. Development of simple and rapid assay to detect viral RNA of tick-borne encephalitis virus by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification. Virol. J. 2013; 10(1):68. DOI: 10.1186/1743-422X-10-68.

31. Hong T.C., Mai Q.L., Cuong D.V., Parida M., Minekawa H., Notomi T., Hasebe F., Morita K. Development and evaluation of a novel loop-mediated isothermal amplification method for rapid detection of severe acute respiratory syndrome coronavirus. J. Clin. Microbiol. 2004; 42(5):1956–61. DOI: 10.1128/jcm.42.5.19561961.2004.

32. Shirato K., Semba S., El-Kafrawy S.A., Hassan A.M., Tolah A.M., Takayama I., Kageyama T., Notomi T., Kamitani W., Matsuyama S., Azhar E.I. Development of fluorescent reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) using quenching probes for the detection of the Middle East respiratory syndrome coronavirus. J. Virol. Methods. 2018; 258:41–8. DOI: 10.1016/j.jviromet.2018.05.006.

33. Nguyen T., Bang D.D. and Wolff A. 2019 Novel Coronavirus Disease (COVID-19): Paving the road for rapid detection and pointof-care diagnostics. Micromachines. 2020; 11(3):306. DOI: 10.3390/ mi11030306.

34. Park B.H., Oh S.J., Jung J.H., Choi G., Seo J.H., Kim D.H., Lee E.Y., Seo T.S. An integrated rotary microfluidic system with DNA extraction, loop-mediated isothermal amplification, and lateral flow strip based detection for point-of-care pathogen diagnostics. Biosens. Bioelectron. 2017; 91:334–40. DOI: 10.1016/j.bios.2016.11.063.

35. Nurul Najian A.B., Engku Nur Syafirah E.A.R., Ismail N., Mohamed M., Yean C.Y. Development of multiplex loop mediated isothermal amplification (m-LAMP) label-based gold nanoparticles lateral flow dipstick biosensor for detection of pathogenic Leptospira. Anal. Chim. Acta. 2016; 903:142–8. DOI: 10.1016/j. aca.2015.11.015.

36. Kongkasuriyachai D., Yongkiettrakul S., Kiatpathomchai W., Arunrut N. Loop-Mediated Isothermal Amplification and LFD Combination for Detection of Plasmodium falciparum and Plasmodium vivax. In: Prickril B., Rasooly A., editors. Biosensors and Biodetection. New York, NY: Humana Press; 2017. Vol. 1572. P. 431–43. DOI: 10.1007/978-1-4939-6911-1_28.

37. Xu C., Feng Y., Chen Y., Gao J., Lu Y. Rapid detection of measles virus using reverse transcription loop-mediated isothermal amplification coupled with a disposable lateral flow device. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 2016; 85(2):168– 73. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2016.02.023.

38. Deng J., Pei J., Gou H., Ye Z., Liu C., Chen J. Rapid and simple detection of Japanese encephalitis virus by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification combined with a lateral flow dipstick. J. Virol. Methods. 2015; 213:98–105. DOI: 10.1016/j. jviromet.2014.12.006.

39. Wong Y-P., Othman S., Lau Y-L., Radu S., Chee H.-Y. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a versatile technique for detection of micro-organisms. J. Appl. Microbiol. 2018; 124(3):626–43. DOI: 10.1111/jam.13647.

40. Sahoo P.R., Sethy K., Mohapatra S., Panda D. Loop mediated isothermal amplification: An innovative gene amplification technique for animal diseases. Vet. World. 2016; 9(5):465–9. DOI: 10.14202/vetworld.2016.465-469.

41. Goldstein T., Anthony S.J., Gbakima A., Bird B.H., Bangura J., Tremeau-Bravard A., Belaganahalli M.N., Wells H.L., Dhanota J.K., Liang E., Grodus M., Jangra R.K., De Jesus V.A., Lasso G., Smith B.R., Jambai A., Kamara B.O., Kamara S., Bangura W., Monagin C., Shapira S., Johnson C.K., Saylors K., Rubin E.M., Chandran K., Lipkin W.I., Mazet J.A.K. The discovery of Bombali virus adds further support for bats as hosts of ebolaviruses. Nat. Microbiol. 2018; 3(10):1084–9. DOI: 10.1038/s41564-018-0227-2.

42. Dedkov V.G., Magassouba N.F., Safonova M.V., Deviatkin A.A., Dolgova A.S., Pyankov O.V., Sergeev A.A., Utkin D.V., Odinokov G.N., Safronov V.A., Agafonov A.P., Maleev V.V., Shipulin G.A. Development and evaluation of a real-time RT-PCR assay for the detection of Ebola virus (Zaire) during an Ebola outbreak in Guinea in 2014–2015. J. Virol. Methods. 2016; 228:26–30. DOI: 10.1016/j.jviromet.2015.11.007.

43. Kurosaki Y., Takada A., Ebihara H., Grolla A., Kamo N., Feldmann H., Kawaoka Y., Yasuda J. Rapid and simple detection of Ebola virus by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification. J. Virol. Methods. 2007; 141(1):78–83. DOI: 10.1016/j.jviromet.2006.11.031.

44. Kurosaki Y., Magassouba N., Oloniniyi O.K., Cherif M.S., Sakabe S., Takada A., Hirayama K., Yasuda J. Development and evaluation of reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) assay coupled with a portable device for rapid diagnosis of Ebola Virus Disease in Guinea. PLoS Negl Trop Dis. 2016; 10(2):e0004472. DOI: 10.1371/journal.pntd.0004472.

45. Oloniniyi O.K., Kurosaki Y., Miyamoto H., Takada A., Yasuda J. Rapid detection of all known ebolavirus species by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification (RTLAMP). J. Virol. Methods. 2017; 246:8–14. DOI: 10.1016/j. jviromet.2017.03.011.

46. Benzine J.W., Brown K.M., Agans K.N., Godiska R., Mire C.E., Gowda K., Converse B., Geisbert T.W., Mead D.A., Chander Y. Molecular diagnostic field test for point-of-care detection of Ebola virus directly from blood. J. Infect. Dis. 2016; 214(suppl 3):S234– S242. DOI: 10.1093/infdis/jiw330.

47. Carter C., Akrami K., Hall D., Smith D., Aronoff-Spencer E. Lyophilized visually readable loop-mediated isothermal reverse transcriptase nucleic acid amplification test for detection Ebola Zaire RNA. J. Virol. Methods. 2017; 244:32–8. DOI: 10.1016/j. jviromet.2017.02.013.

48. Towner J.S., Sealy T.K., Khristova M.L., Albariсo C.G., Conlan S., Reeder S.A., Quan P.-L., Lipkin W.I., Downing R., Tappero J.W., Okware S., Lutwama J., Bakamutumaho B., Kayiwa J., Comer J.A., Rollin P.E., Ksiazek T.G., Nichol S.T. Newly discovered Ebola virus associated with hemorrhagic fever outbreak in Uganda. PLoS Pathog. 2008; 4(11):e1000212. DOI: 10.1371/journal.ppat.1000212.

49. Peterson A.T., Holder M.T. Phylogenetic assessment of filoviruses: how many lineages of Marburg virus? Ecol. Evol. 2012; 2(8):1826–33. DOI: 10.1002/ece3.297.

50. Towner J.S., Khristova M.L., Sealy T.K., Vincent M.J., Erickson B.R., Bawiec D.A., Hartman A.L., Comer J.A., Zaki S.R., Strцher U., Gomes da Silva F., del Castillo F., Rollin P.E., Ksiazek T.G., Nichol S.T. Marburgvirus Genomics and association with a large hemorrhagic fever outbreak in Angola. J. Virol. 2006; 80(13):6497–516. DOI: 10.1128/JVI.00069-06.

51. Kurosaki Y., Grolla A., Fukuma A., Feldmann H., Yasuda J. Development and evaluation of a simple assay for marburg virus detection using a reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification method. J. Clinical Microbiology. 2010; 48(7):2330–6. DOI: 10.1128/JCM.01224-09.

52. Mazzola L.T., Kelly-Cirino C. Diagnostics for Lassa fever virus: a genetically diverse pathogen found in low-resource settings. BMJ Glob Health. 2019; 4(Suppl 2):e001116. DOI: 10.1136/bmjgh2018-001116.

53. Macher A.M., Wolfe M.S. Historical Lassa fever reports and 30-year clinical update. Emerg. Infect. Dis. 2006; 12(5):835–7. DOI: 10.3201/eid1205.050052.

54. Bowen M.D., Rollin P.E., Ksiazek T.G., Hustad H.L., Bausch D.G., Demby A.H., Bajani M.D., Peters C.J., Nichol S.T. Genetic diversity among Lassa virus strains. J. Virol. 2000; 74(15):6992–7004. DOI: 10.1128/JVI.74.15.6992-7004.2000.

55. Fukuma A., Kurosaki Y., Morikawa Y., Grolla A., Feldmann H., Yasuda J. Rapid detection of Lassa virus by reverse transcriptionloop-mediated isothermal amplification: Detection of Lassa virus by RT-LAMP. Microbiol. Immunol. 2011; 55(1):44–50. DOI: 10.1111/ j.1348-0421.2010.00286.x.

56. Pemba C.M., Kurosaki Y., Yoshikawa R., Oloniniyi O.K., Urata S., Sueyoshi M., Zadeh V.R., Nwafor I., Iroezindu M.O., Ajayi N.A., Chukwubike C.M., Chika-Igwenyi N.M., Ndu A.C., Nwidi D.U., Maehira Y., Unigwe U.S., Ojide C.K., Onwe E.O., Yasuda J. Development of an RT-LAMP assay for the detection of Lassa viruses in southeast and south-central Nigeria. J. Virol. Methods. 2019; 269:30–7. DOI: 10.1016/j.jviromet.2019.04.010.


Для цитирования:


Карташов М.Ю., Чуб Е.В., Микрюкова Т.П., Найденова Е.В., Терновой В.А. Перспективы применения петлевой изотермической амплификации в диагностике опасных инфекционных болезней, вызванных вирусами I группы патогенности. Проблемы особо опасных инфекций. 2020;(2):22-30. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2020-2-22-30

For citation:


Kartashov M.Yu., Chub E.V., Mikryukova T.P., Naidenova E.V., Ternovoy V.A. Prospects For the Use of Loop Isothermal Amplification in the Diagnosis of Particularly Dangerous Infectious Diseases Caused by the Viruses of the Pathogenicity Group I. Problems of Particularly Dangerous Infections. 2020;(2):22-30. (In Russ.) https://doi.org/10.21055/0370-1069-2020-2-22-30

Просмотров: 195


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0370-1069 (Print)
ISSN 2658-719X (Online)