Низкотемпературная консервация коллекционных штаммов холерных вибрионов

Целью исследования является оценка устойчивости холерных вибрионов к замораживанию и хранению в замороженном состоянии при -70 °С в присутствии криопротекторов. В работе представлены результаты хранения семи штаммов V. cholerae в течение трех лет в пяти защитных средах, содержащих в качестве криопротектора глицерин или лактозу (10, 20, 30 % водные растворы глицерина, мясопептонный бульон с 10 % глицерина, среда с 15 % лактозы и 3 % желатина). Показано, что гибель холерных вибрионов происходит при замораживании-размораживании образцов и их хранении. После трех лет консервации количество живых клеток уменьшилось во всех средах, но в разной степени. Наиболее высокая выживаемость холерных вибрионов после замораживания-размораживания и хранения в замороженном состоянии по используемому протоколу отмечена в лактозо-желатиновой среде. При использовании в качестве протективной среды водного раствора глицерина оптимальной является концентрация криопротектора 20 %. После трех лет хранения при -70 °С все штаммы, независимо от состава защитной среды, сохранили основные диагностически значимые фенотипические признаки. Таким образом, холерные вибрионы могут быть сохранены без пересевов в течение трех лет (срок наблюдения) без изменения основных диагностических признаков во всех тестируемых защитных средах при -70 °С.

холерные вибрионы, замораживание, низкотемпературная консервация, криопротекторы, жизнеспособность, cholera vibrios, freezing, low-temperature conservation, cryoprotectors, survivability

1. Лабораторная диагностика холеры: Методические указания. М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора; 2007. 87 с.

2. Каменских Т.Н., Калашникова Е.А., Ившина И.Б. Особенности криоконсервации алканотрофных актинобактерий рода Rhodococcus. Вестник Пермского университета. 2010; 1(1):15-20.

3. Цуцаева А.А., Ананьина А.Е., Балыбердина Л.М., Степанюк Л.В., Павленко Н.В. Опыт долгосрочного хранения промышленных штаммов микроорганизмов. Микробиология. 2008; 77(5):696-700.

4. Alm R.A., Manning P.A. Biotype-specific probe for Vibrio cholerae serogroup O1. J. Clin. Microbiol. 1990; 28(4):823-4.

5. Aulet de Saab O.C., de Castillo M.C., de Ruiz Holgado A.P., de Nader O.M. A comparative study of preservation and storage of Haemophilus influenzae. Mem. Inst. Oswaldo Cruze. 2001; 96(4):583-6.

6. Cabri Guidelines. Laboratory procedures of microorganisms. Protective suspension media for freezing or (freeze)-drying (cited 14.04.14). Available from: http://www.cabri.org/guidelines/micro-organisms/M300Ap3.html.

7. Gorman R., Adley C.C. An evaluation of five preservation techniques and conventional freezing temperatures of -20 °C and -85 °C for long-term preservation of Campylobacter jejuni. Lett. Appl. Microbiol. 2004; 38(4):306-10.

8. De Paoli P. Biobanking in microbiology: From sample collection to epidemiology, diagnosis and research. FEMS Microbiol. Rev. 2005; 29(5):897-910.

9. Dumont F., Marechal P.A., Gervais P. Cell size and water permeability as determining factors for cell viability after freezing at different cooling rates. Appl. Environ. Microbiol. 2004; 70(1):268-72.

10. Michel C., Garcia C. Virulence stability in Flavobacterium psychrophilum after storage and preservation according to different procedures. Vet. Res. 2003; 34:127-32.

11. Wolfe J., Bryant G. Freezing, drying, and/or vitrification of membrane-solute-water systems. Cryobiology. 1999; 39(2):103-29.